博落回對鉛的耐性、富集及生理響應研究

蔡斌，陳永華，杜露，何浪君

（中南林業科技大學環境科學與工程學院，湖南 長沙 410004）

近年來，土壤重金屬污染日益嚴重。其對生態環境造成嚴重破壞，對工農業的發展及人類的健康也產生了巨大的威脅。在所有元素中，鉛（Pb）是對人類和其他生命危害最為廣泛的有毒金屬之一[1]。由于它的用途與來源廣泛，使其成為我國土壤重金屬污染的主要污染物之一[2]。Pb在土壤中不易淋溶，不被微生物降解，導致其易在土壤中大量累積[3]。土壤中的Pb進入到植物體內，對植物的代謝產生危害，阻礙植物的生長發育，嚴重時甚至致其死亡[4]。此外，Pb還能通過動植物的食物鏈傳播，最終在人體內累積，對人體產生毒害[5]。因此，對土壤Pb污染的治理十分迫切。植物修復因成本低，效果持久，無二次污染等特點，成為近年來的主要治理手段。植物修復主要通過植物提取和植物穩定化過程來去除或轉化土壤中的重金屬，消除或減弱其毒性和遷移性。過去，研究者把重點放在超富集植物的植物提取上，但近十年來，由于植物提取過程普遍效率低下，使用超富集植物進行植物提取的研究一直在減少[6]。而一些耐重金屬的草本植物由于其生長迅速，生物量大且具有一定的經濟效應而受到廣泛的關注。如芥菜[7]和曲序香茅[8]等。

博落回（Macleaya cordata（Willd.）R.Br.）屬于多年生草本植物，在中國南方廣泛分布。研究證明，博落回對重金屬具有較高的耐性，對Pb、鋅（Zn）、銅（Cu）、鎘（Cd）、砷（As）皆有較好的富集效果[9]。Wang等[10]的研究證明博落回可用于Hg污染土壤的植物修復。Nie等[11]證明博落回對Cd具有較好的富集效果，高濃度的Cd脅迫下，仍具有良好的耐受性，且地上部分的Cd富集量接近超富集植物的標準。與超富集植物相比，博落回以其藥用特性和較高的經濟價值提供了可持續的植物修復的可能性。劉鵬[12]和Pan等[13]均研究了博落回對錳（Mn）的富集及脅迫響應機制，證明其對Mn具有良好的耐性及富集特性。但博落回對Pb耐性、富集及脅迫響應的研究尚不深入，因此本研究以沙培實驗作為培養條件，研究了博落回對Pb的耐性、轉運和富集效應以及Pb在博落回體內的亞細胞和化學形態分布，同時，研究了博落回對不同濃度Pb脅迫的生理生化響應，利用TEM和FTIR技術觀察了博落回的微觀結構和官能團組成的響應，以期為博落回修復Pb污染土壤提供更多的理論依據。

1 材料與方法

1.1 供試材料

博落回購置于邵陽市某基地，選取生長良好，長勢一致的幼苗植株備用。河沙購置于長沙某建筑材料五金店。

1.2 實驗設計

于2020年6月開始進行試驗，將所有河沙經自來水沖洗后過2 mm篩，再用2%硝酸浸泡過夜后用去離子水沖洗干凈。之后將河沙裝入直徑為20 cm，高度為15 cm的塑料花盆中。分別向盆中河沙加入500 mL不同濃度的溶液態鉛（分析純硝酸鉛），濃度為0、200、500、800、1 000、1 500、2 000 mg/L。使河沙中的鉛離子充分熟化。1個月后將大小長勢一致的博落回幼苗移栽至花盆中，每盆一株，每個濃度梯度設置10個平行。用500 mL 1/2 Hoagland營養液進行澆灌培養，2 d澆灌一次，穩定1周后，再以Pb(NO3)2形式進行脅迫處理，每周澆2次處理液，每次澆200 mL，分10次完成整個脅迫過程。盆栽實驗在中南林業科技大學樹木樓外苗圃進行，平均氣溫在25～35 ℃之間，相對濕度在45%～85%之間。移栽40 d后，全株收獲植物。

1.3 樣品處理和分析

1.3.1 樣品處理 收獲的植株用自來水洗凈根部，然后將植株根部放置于5 mmol/L Ca(NO3)2溶液中浸泡15 min，除去吸附在根系表面的Pb離子，然后用去離子水浸泡沖洗整株植物，濾紙吸干表面水分。將每株植物分為根、莖、葉3個部分。

1.3.2 生長指標及Pb含量測定 用卷尺測定博落回地上部高度；根長和根尖數由根系掃描儀測量（Winrhigo PRO）；將植物根、莖、葉置于烘箱中105 ℃殺青30 min，再于75 ℃烘干至恒重，測定其生物量干重；之后將植物粉碎后稱量1.000 g，在電熱板上采用濕法（HNO3-HClO4）消解[14]，用火焰原子吸收分光光度計（AA-7002，Thermo Fisher）測量Pb含量。

1.3.3 生理生化指標測定 用分光光度法測定博落回葉片葉綠素含量；硫代巴比妥酸法測定丙二醛（Malondialdehyde, MDA）含量；考馬斯亮藍G250顯色法測定可溶性蛋白含量[11]；氮藍四唑（Nitroblue tetrazolium, NBT）法、愈創木酚氧化法和紫外吸收法分別測定超氧化物歧化酶（Superoxide dismutase,SOD）、過氧化物酶（Peroxidase, POD）和過氧化氫酶（Catalase, CAT）的活性[15]。

1.3.4 亞細胞組分分離及化學形態分析 采用差速離心法分離植物組織的不同細胞組分[16]：在20 mL預冷（4 ℃）的萃取緩沖液（250 mmol/L蔗糖+1.0 mmol/L二硫蘇糖醇+調節pH至7.5的50 mmol/L Tris-HCl）中分別將稱取的2.0 g博落回各組織鮮樣研磨成勻漿并轉移到50 mL離心管中，在2 000 r/min的轉速下離心1 min。過濾，保留上清液，第一個沉淀為“細胞壁組分”。上清液繼續在10 000 r/min的轉速下進一步離心30 min，所得沉淀物為“細胞器組分”，最終上清液為“可溶性組分”。所有操作均在4 ℃下進行。各組分的樣品經濕法（HNO3-HClO4）消解后用火焰原子吸收分光光度計測定其具體含量[14]。化學試劑逐步提取法提取植株體內Pb的不同化學形態[17]。用指定的提取劑按以下順序提取不同化學形態的Pb，包括80%乙醇，去離子水，1 mol/L的NaCl溶液，2%的醋酸（HAc）溶液和0.6 mol/L的HCl溶液。提取后的剩余部分為Pb的殘渣態。稱取2.0 g洗凈的根、莖和葉組織鮮樣，使用石英砂和研磨棒在20 mL的提取液中將其研磨成勻漿，然后放置于搖床在室溫下震蕩22 h。勻漿在5000 r/min的轉速下離心10 min。過濾和保留上清液，沉淀中再次加入10 mL提取液，室溫下震蕩2 h之后在5000 r/min下離心10 min后過濾，將兩次的上清液混合。使用下一提取劑重復此過程。各組分的樣品經濕法（HNO3-HClO4）消解后用火焰原子吸收分光光度計測定其具體含量[14]。

1.3.5 微觀結構和官能團測定分析 使用透射電子顯微鏡（FEI Tecnai G2 Spirit）分析博落回的微觀結構；用傅立葉紅外光譜儀（Nicolet-460）分析博落回官能團的組成。

1.4 數據處理

富集系數（BCF）是植物地上部富集Pb含量與基質中添加的Pb含量之比，表明植物從環境中富集Pb的效率；轉運系數（TF）是植物地上部富集Pb含量與根部富集Pb含量之比，表示植物將Pb從根部轉移到地上部的能力；耐性指數（TI）是Pb脅迫處理的博落回株高、生物量、根長與對照處理相應指標之比，取三者平均值所得。

所有數據均表示為3次重復實驗（n = 3）的平均值±標準差。數據顯著性檢驗采用 SPSS 22.0 統計軟件完成，制圖均采用 Origin 2018 軟件完成。

2 結果與分析

2.1 博落回對Pb的耐性分析

由Pb脅迫對博落回的生長影響（表1）可知，隨著Pb脅迫濃度的升高，博落回的株高、總生物量、根長以及根尖數均出現先增后減的趨勢。當Pb脅迫為500 mg/L時，植株的各項生長指標較對照組均有顯著增加(P＜0.05)，由此可見，博落回對Pb的耐受臨界值為500 mg/L，此濃度及以下Pb脅迫能促進植物的生長，而高于此濃度的Pb脅迫時，植株受到的毒害作用明顯，植株的生長受到抑制。植物的耐性指數是衡量博落回受到脅迫時抗逆性的重要體現。根據耐性指數的大小，可以將植物分為高耐受性（TI ＞ 60%）、中耐受性（35% ≤ TI ≤ 60%）和敏感型（TI ＜ 35%）三類，由表1可知，在受到不超過1 500 mg/L的Pb脅迫時，博落回的耐性指數均大于60%，屬于Pb的高耐性植物。

表1 Pb脅迫對博落回生長的影響Table 1 Effects of Pb on the growth of M. cordata

2.2 博落回對Pb的富集能力分析

由博落回在Pb脅迫下的重金屬含量（表2）可知，隨著脅迫濃度的增加，博落回各部分對Pb的富集量隨之增強，且各組織中Pb含量呈現根＞莖＞葉的現象。根、莖、葉中富集的Pb含量分別為543.4～2 980.6 mg/kg、147.5～483.7 mg/kg和46～305 mg/kg。博落回的富集系數隨著脅迫濃度的升高而降低，低濃度（200～500 mg/L）、中濃度（800～1 000 mg/L）與高濃度（1 500～2 000 mg/L）的脅迫比較，富集系數差異顯著(P＜0.05)。說明隨著Pb濃度的升高，博落回對Pb的富集能力降低，在較低的濃度時，富集系數最高可達0.97，說明博落回在低濃度的Pb脅迫時有較強的富集能力。博落回的轉運系數基本呈現先增加后降低的趨勢，在800 mg/L的Pb脅迫時，轉運系數顯著高于低濃度與高濃度處理(P＜0.05)，達到最大值0.39。

2.3 博落回對Pb的生理生化響應

由圖1-A可知：博落回葉綠素含量隨著Pb脅迫濃度的升高，呈現先升高后降低的趨勢，脅迫濃度為500 mg/L時，葉綠素含量水平達到最高，較對照組顯著(P＜0.05)升高了49.8%，隨后顯著降低。葉綠素a/b的變化趨勢與葉綠素含量的變化一致，并且在Pb濃度高于500 mg/L時，葉綠素a/b的值迅速降低。說明高于此濃度時，植物的葉片黃化過程加劇。

表2 博落回在Pb脅迫下的重金屬含量Table 2 Pb content in different tissues of M. cordata under Pb stress

由圖1-B可知：隨著Pb脅迫濃度的升高，博落回葉片中的MDA含量持續增加。在Pb脅迫為2 000 mg/L時，MDA的積累量為45.1 μmol/g，較對照顯著升高了509%。說明Pb脅迫對博落回細胞生物膜產生了毒害作用，膜脂過氧化嚴重。葉片中的可溶性蛋白含量呈先增加后降低的趨勢，在Pb脅迫為500 mg/L時達到最大，較對照顯著(P＜0.05)升高了26.8%。Pb脅迫高于500 mg/L時，可溶性蛋白的含量急劇減少。

由圖2可知：隨著Pb脅迫濃度的升高，三種抗氧化酶的活性均呈現先升高后降低的趨勢。當脅迫濃度為500 mg/L時，SOD和CAT的活性達到最大值，分別較對照顯著(P＜0.05)升高了55.9%和35.7%。而濃度高于500 mg/L時，SOD和CAT活性開始降低。Pb濃度為800 mg/L時，POD的活性達到最大值，較對照顯著(P＜0.05)升高了19.7%。濃度高于800 mg/L時，POD活性開始降低。在Pb脅迫達到2 000 mg/L時，SOD、CAT和POD活性較對照分別降低了32.1%、19.4%和32.7%。說明低濃度的脅迫促進抗氧化酶的活性，清除體內多余的活性氧自由基（ROS），高濃度的脅迫抑制抗氧化酶的活性，過量的ROS在植物體內累積。

2.4 Pb在博落回不同部位的亞細胞分布

由圖3可知：不同Pb濃度脅迫處理下，Pb在博落回根部的分布均表現為F1（細胞壁組分）＞F3（可溶性組分）＞F2（細胞器組分）的趨勢，Pb主要分布在根部細胞的細胞壁組分（53%～83%），其次是可溶性組分（9%～33%），在細胞器組分（8%～14%）中占比最少。而在地上部，隨著脅迫濃度的升高，Pb主要的分布從細胞壁組分變為可溶性組分。當Pb的脅迫濃度大于500 mg/L時，Pb在博落回根莖葉細胞中細胞器組分的占比均有增加，說明當脅迫濃度大于500 mg/L時，Pb進入到細胞內部，使得細胞器組分中Pb含量的增加。

2.5 Pb在博落回不同部位的化學形態分布

由圖4可知：不同Pb濃度脅迫處理下，Pb在博落回的根部以鹽酸提取態（29%～67%）為主要化學形態，其次是醋酸提取態（10%～32%）和氯化鈉提取態（7%～20%）。而在博落回的地上部，Pb以去離子水提取態（11%～80%）為最主要的化學形態。隨著Pb脅迫濃度的升高，各組織中Pb的乙醇提取態和去離子水提取態的總占比顯著增加，特別是在地上部，莖中Pb的去離子水提取態的占比從11%增至最高為67%，葉中去離子水提取態的占比從39%增至最高為80%。而Pb的鹽酸提取態含量則在博落回各組織中均顯著下降，在根、莖、葉中的占比分別從67%、53%和49%降至最低為29%、10%和6%。

2.6 博落回不同組織的微觀結構響應

采用TEM技術比較分析了對照組CK分別和低濃度Pb脅迫（500 mg/L）、中濃度Pb脅迫（1 000 mg/L）、高濃度Pb脅迫（2 000 mg/L）處理下博落回各組織的微觀結構變化（圖5）。結果顯示，對照組的博落回根（圖5-A）、莖（圖5-B）、葉（圖5-C）細胞整體結構完整，細胞器未見受損，葉片細胞葉綠體結構完整，片層結構均勻有序排列；低濃度（圖5-D、5-E、5-F）與中濃度（圖5-G、5-H、5-I）處理時，博落回各組織細胞出現一定損傷，細胞壁出現裂痕，細胞壁與細胞質中出現區別于大顆粒物質淀粉粒（SG）的細小黑色顆粒，可能為重金屬顆粒的沉淀[18]。在濃度達到2 000 mg/L時，博落回根部細胞（圖5-J）細胞壁扭曲變形，液泡失水導致原生質層與細胞壁分離，產生質壁分離現象；葉片細胞（圖5-L）液泡失水，葉綠體腫脹且片層結構不均勻；各組織細胞的細胞壁與細胞內部均有大量細小的黑色顆粒物。

2.7 博落回不同組織官能團組成響應

采用FTIR技術比較分析了對照組CK、低濃度Pb脅迫（500 mg/L）和高濃度Pb脅迫（2 000 mg/L）下博落回根（圖6-A）、莖（圖6-B）、葉（圖6-C）官能團組成的變化（圖6）。3 340 cm-1處附近的吸收峰是分子間氫鍵-OH自由羥基的伸縮振動峰，主要來自纖維素和多糖等碳水化合物[19]。該處吸收峰強度隨Pb濃度的升高而增強。這說明植物促進了碳水化合物的分泌，隨著Pb濃度的升高，博落回細胞壁中的羥基結合Pb離子形成穩定的化合物，而高濃度的Pb脅迫導致吸收峰強度顯著增強可能是由于高濃度Pb脅迫破壞了細胞壁中羥基結合Pb離子的機制，導致其大量累積。2 930 cm-1處附近的吸收峰是由脂碳鏈(-CH3, =CH2, =CH-)中的飽和C-H鍵與羧酸O-H鍵伸縮振動峰的疊加，主要來自細胞壁中的蛋白質和果膠等組織成份[20]。博落回的根與葉在此處吸收峰強度隨Pb濃度的升高而增強。這是由于植物的耐性機制，根葉處分泌有機酸以螯合Pb離子，隨著Pb脅迫濃度增強，Pb離子對細胞壁的傷害加強，導致其羧酸螯合力變弱，引起吸收峰強度的增強。1 650 cm-1處附近的吸收峰來源于C=O的伸縮振動，主要來自蛋白質酰胺Ⅰ帶[21]。博落回根和葉在此處的吸收峰強度隨著Pb濃度的升高而增強，這可能是不斷增加的Pb離子增加了根葉部富脯氨酸和富甘氨酸蛋白的含量，這類蛋白可能具有緩解重金屬對植物毒害的作用[22]。1 050 cm-1處附近的吸收峰來源于C-O基團的伸縮振動，主要來自于醇、醚基、酯基或酚等碳水化合物。高濃度的Pb濃度下，博落回的根和葉細胞在此處吸收峰強度顯著大于其他兩組。這是由于此處吸收峰與細胞膜的膜脂過氧化程度相關，Pb脅迫造成脂肪族酮類化合物過氧化產物累積[23]，這與前文MDA的研究相對應。

3 討論

3.1 博落回對Pb的耐性與富集能力

本研究證明，博落回對Pb具有良好的耐性，可以在不同的Pb濃度污染環境中生長。隨著脅迫濃度的升高，博落回的生長參數均呈現先升高后降低的趨勢。這與多種植物受到Pb脅迫時的反應相似，包括紫花香薷（Elsholfizia argyiLevl.）[24]、東南景天（Sedum alfrediiHance）[25]等。本研究中博落回對Pb的耐受能力為500 mg/L，當Pb濃度升高時，博落回的株高、生物量、根長均受到抑制。博落回各組織中Pb的富集量隨著濃度的升高而增加，表現為根＞莖＞葉，說明博落回對Pb具有富集作用，且根部是最主要的富集場所，這有利于植物根系對Pb的固定作用，限制Pb在土壤和植株體內的遷移，加強博落回的植物穩定化能力。但隨著濃度的升高，富集系數和轉運系數降低，說明高濃度的Pb脅迫會抑制博落回對Pb的富集和轉運。其耐性指數屬于高耐性植物的水平，說明博落回具有很強的適應Pb污染的能力。

3.2 博落回對Pb的生理生化響應

葉綠素的含量可以反映植物的光合能力[26]。在本試驗中，葉綠素的含量先增后降。葉綠素含量的降低可能是由于高濃度的Pb離子與葉綠體中的蛋白質巰基結合所致[27]。也可能是ROS破壞葉綠體的結構，導致葉綠素合成受損[28]。MDA是植物在逆境和衰老過程中膜脂過氧化的終產物，通常用來反映生物膜的損傷程度，可溶性蛋白作為細胞膜滲透性保護物質，可反映植物在遭受Pb脅迫時對外界適應能力的大小[26]。隨著脅迫濃度的升高，植物體內累積的MDA含量不斷增加，可溶性蛋白含量呈現先增后減的趨勢。說明Pb濃度在大于500 mg/L時會使細胞膜喪失原有的結構與功能，但在低濃度時，植物可通過自身生理響應，增加可溶性蛋白的含量，調節細胞滲透壓，提高細胞的保水能力，從而對生物膜起到保護作用。MDA與可溶性蛋白含量的變化與Zhang等[29]的研究結果類似。植物體內抗氧化酶SOD、CAT和POD屬于植物的抗氧化防御系統[28]。隨著Pb濃度的升高， SOD、CAT和POD活性呈先升高后迅速降低的趨勢，表明在低濃度脅迫時，抗氧化系統能夠清除由Pb的毒害而產生的過量ROS，高濃度的Pb脅迫導致細胞內ROS超過了抗氧化酶能夠清理的限度，細胞受到損害，抗氧化酶活性、葉綠素和可溶性蛋白含量均顯著降低。Nie等[11]關于博落回對Cd的生理響應研究也得出類似結論。因此，植物通過生理生化等響應調節葉綠素、可溶性蛋白的含量和抗氧化酶的活性是博落回對Pb重要的耐受機理。

3.3 Pb在博落回不同部位的亞細胞與化學形態分布

Pb主要分布在博落回細胞的細胞壁和可溶性組分中。說明細胞壁固定與液泡區隔化是博落回對Pb的重要耐受與解毒機制，這與Wang等[30]和Zhang等[31]的研究結果一致。細胞壁被認為是防止重金屬進入細胞的第一道屏障，植物通過細胞壁的固定作用，減少Pb向細胞內部的遷移，從而保護細胞的結構[32]。而隨著脅迫濃度的升高，Pb在細胞壁中的占比減少，在細胞器和可溶性組分中的占比增加。說明在高濃度脅迫下，Pb被更多的轉移到細胞內部，對細胞產生較大的傷害。TEM圖片可以看出，低濃度時細胞內的黑色顆粒主要存在于細胞壁之中，這些顆粒物可能是Pb的沉淀[18]，因此可以推測此時細胞壁的固定作用限制Pb在細胞內的遷移且使其失活，而在中高濃度下，細胞質與細胞器中也含有大量黑色Pb的顆粒，細胞依靠液泡的區隔化，通過螯合作用來降低Pb的有效性。

Pb的不同提取狀態決定了它們對植物的脅迫程度。乙醇和去離子水提取態的Pb具有最強的生物毒性和遷移活性，最容易對植物產生毒害。NaCl的提取態次之，HAc和HCl提取態的生物毒性和遷移活性最弱[33]。乙醇提取無機鉛（主要為硝酸鹽/亞硝酸鹽、氯化物）和氨基酚鉛，去離子水提取有機酸絡合物的水溶性鉛和Pb(H2PO4)2，NaCl溶液主要提取果膠和蛋白質結合態鉛，HAc溶液用于提取不溶性磷酸鉛，包括PbHPO4、Pb3(PO4)2和其他鉛的磷酸鹽絡合物，HCl溶液主要用于提取草酸結合態的鉛[34]。在本試驗中，Pb在根部以鹽酸和醋酸提取態為主，其次是氯化鈉提取態；與小麥（Triticum aestivum L.）[35]的研究結果一致，且與Cd在欒樹（Koelreuteria paniculata Laxm.）[36]中的化學形態類似。這表明Pb與磷酸鹽配體、草酸鹽配體、蛋白以及果膠配體結合可減輕對博落回的毒害[30]。并且Pb在博落回根部以遷移活性弱的形態存在，有利于將Pb固定在地下部分，減少對植株的損害，而在地上部分，Pb轉化為遷移活性強的化學形態。隨著濃度的升高，乙醇和去離子水所提取到的Pb的占比增加，說明高濃度下，博落回固定Pb的能力下降，Pb在植物體內的遷移和毒性增加。Pb在博落回體內主要以低毒性與遷移性的形態存在也可能是博落回對Pb的重要耐性機理。

3.4 Pb對博落回微觀結構與官能團的影響

TEM的結果表明，Pb對根部的破壞體現在損傷細胞壁結構，使其扭曲變形，甚至破裂，導致失去其對細胞內結構的保護和阻止重金屬進入的作用。Pb對莖的主要破壞體現在細胞質膜破裂，細胞失水導致質壁分離，從而阻礙營養物質和水分的運輸。Pb對葉的主要破壞體現在扭曲細胞結構，破壞葉綠體的結構，導致其功能受損[32]。FTIR的結果表明，博落回在受到Pb脅迫時，細胞壁內羥基和羧基等基團含量增加，這些基團可以提供Pb結合位點，提高細胞壁對Pb的吸附固定能力[37]。羥基、羧基等主要基團組成的細胞壁多糖，能與金屬陽離子結合，生成穩定化合物來降低Pb對博落回的毒性[38]，細胞內不斷分泌的有機酸可以螯合Pb離子[20]。同時，富脯氨酸和富甘氨酸蛋白等的含量增加，這些誘導蛋白可能對博落回免受Pb的毒害起重要作用。而當脅迫濃度達到2 000 mg/L時，博落回通過分泌羥基、有機酸等物質結合Pb離子的耐性機制受到損害，這些物質無法正常結合Pb離子，導致其在博落回體內過量累積[32]。過量脂肪族酮類化合物過氧化產物在細胞中累積，加深膜脂過氧化程度[23]。

4 結論

1）博落回屬于Pb高耐性植物，低于500 mg/L的Pb脅迫濃度促進植株的株高、生物量和根系的生長，提高葉綠素、可溶性蛋白的含量及抗氧化酶的活性水平，從而維持細胞的正常代謝，保證植物的生長發育；高于此濃度會導致各項指標明顯降低，抑制植物生長。

2）博落回對Pb的富集量隨脅迫濃度的升高而增大，但其富集與轉運能力會隨著脅迫濃度增大而減弱。根部的富集能力最強，這有利于通過Pb在博落回根部的積累、沉淀或根表吸收來加強環境中Pb的固化。

3）Pb主要以草酸鉛和磷酸鉛的形式存在于博落回根部。細胞壁與液泡對Pb的固定螯合作用是博落回抵御Pb的主要方式，在高濃度下，Pb向遷移與毒性高的有機鉛和無機鉛的形式轉化，在細胞器與細胞質中的含量增加。

4）Pb脅迫會破壞細胞壁的結構，導致Pb進入到細胞內部，破壞亞細胞結構的功能。同時，Pb脅迫會提高博落回體內-OH、-COOH等基團和有機酸、蛋白質的含量，這些物質可與Pb離子結合形成穩定化合物，從而降低Pb對博落回的毒害作用。