大鼠骨髓mMSC和RS細胞肝組織內注射對肝硬化大鼠肝功能及肝臟病變的改善作用觀察

謝麗平，林濤發，郭子寬，王少揚

1 中國人民解放軍聯勤保障部隊第九〇〇醫院，福建福州350001；2 軍事醫學科學院放射與輻射醫學研究所

肝硬化（hepatic cirrhosis）是由不同病因引起的肝臟慢性、彌漫性改變。目前尚無有效內科治療肝硬化的方法，肝移植是目前臨床公認最有效的治療方法，但移植價格昂貴、肝源匱乏等因素限制了其臨床應用。間充質干細胞（mesenchymal stem cell，MSC）具有低免疫源性、多向分化潛能、取材方便、來源豐富等優勢，目前已被廣泛用于肝臟疾病的治療中。MSC 是一個異質性的細胞群體，體外培養可見多數細胞為梭形成纖維細胞和大而扁平細胞，即成熟MSC（mature MSC，mMSC），同時還可觀察到一種圓形細胞，其體積很小、顆粒度很低，命名為快速自我更新細胞（rapidly self-renewing cell，RS 細胞），這類細胞具有更強的多向分化能力［1］，認為可能是更原始的干細胞。mMSC、RS 細胞是否可用于肝硬化的治療中？2020 年2 月—10 月，我們向肝硬化大鼠肝組織內注射mMSC、RS 細胞，比較其抗肝纖維化的效果有無區別，同時體外經HGF 誘導培養后通過RT-PCR 測其ALB、AFP 表達水平，以期進一步探討RS細胞的肝（樣）細胞分化能力。

1 材料與方法

1.1 動物、試劑 6周齡Wistar雄性大鼠36只，2周齡Wistar 雄性大鼠1 只，均購于解放軍軍事醫學科學院，按實驗室標準飼料喂養。Mouse anti-Rat CD31-PE、 CD45-PE、 CD11b/c-PE、 CD86-FITC、CD44-FITC（美國 Becton Dickinson 公司），Human HGF（美國 Peprotech 公司），RNAsimple Total Kit、FastKing One Step RT-PCR Ki（t北京天根生化科技公司），Rat anti-AFP Polyclonal Antibody、Rat anti-ALB Polyclonal Antibody（北京嘉美公司），大鼠源白蛋白（ALB）、甲胎蛋白（AFP）、β-Actin引物均由奧科鼎盛生物科技有限公司合成。

1.2 大鼠骨髓mMSC、RS細胞分離培養及鑒定

1.2.1 大鼠骨髓MSC分離、培養及鑒定 取2周齡Wistar 雄性大鼠1 只，處死后取脛骨和股骨，剪去骨骺端，DMEM 沖出骨髓液，與 PBS 按 1∶1 混勻，200 目尼龍網過濾，收集至50 mL 離心管，1 000 r/min 離心5 min，棄上清，加入含10%胎牛血清的DMEM 培養基重懸細胞，105/cm2密度接種于10 mm 培養皿，37 ℃、5%CO2培養箱中培養，每3天更換一次新鮮培養基，待細胞生長至80%左右傳代（6 000/cm2傳代）。

將分離培養的細胞按每流式管1×106分裝，各管分別加入CD45-PE、CD31-PE、CD11b/c-PE 和CD44-FITC、CD86-FITC，另設1 管陰性對照（無標抗體標記），室溫避光 30 min，PBS 洗滌 2 次，流式細胞儀（FACS Calibur，Becton Dickinson）檢測。MSC 體外成脂肪和成骨鑒定按本實驗室常規方法進行［2-3］。接種24 h 時大鼠骨髓單個核細胞開始貼壁，72 h 見到少量成纖維樣細胞（呈長梭形）及很小的圓形細胞，培養6 d 后長梭形細胞呈漩渦狀生長，圓形細胞增多散布于梭形細胞之間。流式細胞分析結果為，細胞 CD44 表達呈強陽性，CD31、CD11b/c、CD45 和CD86 表達均呈陰性。體外成骨誘導經堿性磷酸酶染色呈陽性，而對照細胞染色陰性；成脂誘導經油紅O 染色呈陽性，對照細胞染色陰性。最終鑒定培養細胞為 MSC［6］。

1.2.2 mMSC、RS 細胞分離培養及鑒定 根據文獻［1］確定mMSC直徑15～50 μm、RS細胞直徑7 μm，因此將培養鑒定的細胞通過直徑10 μm 濾膜分離RS、mMSC細胞，分別收集于2個無菌試管中。

①采用流式細胞術鑒定MSC 細胞表型。分離出 RS 細胞（直徑＜10 μm）通過流式細胞儀鑒定CD34、CD31、CD44、CD45、CD73 等表型。直徑＜10 μm 的細胞 CD44、CD73 表達陽性，CD34、CD31、CD45 表達陰性，鑒定為 MSC［5］。②取 mMSC、RS 細胞進行CM-Dil 染色，按105/cm2密度接種于培養皿，加入HGF（20 ng/mL），在37 ℃、5% CO2培養，每3 d更換培養基及補充HGF。因RS 細胞為半貼壁懸浮細胞，遂將正常貼壁細胞經放射后作為滋養層細胞培養。培養14 d 時取細胞進行CM-Dil 染色，結果發現RS細胞是存活細胞，具有細胞活力。

③另取大鼠肝臟細胞、mMSC 及RS 細胞，RTPCR 法檢測細胞 ALB、AFP。設計 ALB、AFP、βactin 的 引 物 序 列 ：ALB：5'-AGCACACAAGAGTGAGATCG-3'和 5'-TGTCATCCTTGTGCTGCAGG-3'，323 bp；AFP：5'-AACAGCAGAGTGCTGCAAAC-3'和5'-AGGTTTCGTCCCTCAGAAAG-3'，668 bp；β-actin：5'-AGAGGGAAATCGTGCGTGAC-3'和5'-AGGAGCCAGGGCAGTAATC-3'，353 bp。收集mMSC、RS細胞及正常肝組織細胞，采用RNAsimple Total 試劑盒實驗操作步驟分離純化總RNA 并檢測其濃度。RTPCR 步驟根據FastKing One Step RT-PCR 試劑盒操作說明進行，總反應體積 50 μL：2×FastKing One Step RT-PCR MasterMix 25 μL，25×RT-PCR Enzyme Mix 2 μL，上游特異性引物（10 μmol/L）1.25 μL，下游特異性引物（10 μM）1.25 μL，RNA 模板 10 ng/μg total RNA，RNase-Free ddH2O 補水至 50 μL。擴增條件為：42 ℃逆轉錄30 min，95 ℃預變性3 min；94 ℃變性 30 s、58 ℃ 30 s、72 ℃ 30 s，35 個循環；72 ℃5 min。在1.0%瓊脂糖凝膠電泳檢測和紫外凝膠成像分析。結果顯示：肝細胞表達ALB、AFP；未經 HGF 誘導的 mMSC、RS 細胞及經 HGF 誘導的mMSC、RS細胞均不表達ALB、AFP。

1.3 大鼠肝硬化模型制備、mMSC 和RS 細胞注射方法 ①模型制備：取 Wistar 大鼠按文獻［4］報道方法建立肝硬化模型，制備肝硬化大鼠模型共計6周。6 周后隨機取3 只大鼠，取肝臟組織做病理學檢查，可見肝細胞濁腫，少量脂肪變，肝小葉結構模糊不清，有大小不等的假小葉形成。②分組：36 只肝硬化大鼠隨機分為A、B、C 三組。A、B 組大鼠乙醚麻醉成功后開腹，肝組織內分別注射mMSC、RS 細胞，注射細胞量5×106，治療后即刻關腹縫合；C 組大鼠開腹后注射NS。治療后三組大鼠繼續按建模方案喂養。

1.4 各組大鼠肝功能指標及肝臟病理變化觀察分別于治療前和治療1、2、4 周時，各組大鼠尾靜脈取血1 次（2.5 mL），檢測血清谷丙轉氨酶（ALT）、總膽紅素（TBIL）。治療4 周時處死三組大鼠，觀察肝臟形態，取肝組織進行病理HE 和Masson 染色，對肝組織進行病理分級評分［5］（包括肝纖維化、肝細胞壞死及脂肪變性評分）。

1.5 統計學方法 采用統計軟件SPSS19.0 進行數據處理。計量資料以表示，多組間比較采用單因素方差分析，多重比較采用LSD-t檢驗。P＜0.05為差異具有統計學意義。

2 結果

2.1 各組大鼠血清ALT、TBIL 水平比較 造模成功、治療1 周、治療2 周及治療4 周時各組大鼠血清ALT、TBIL 水平比較見表 1。與 C 組比較，治療1、2、4 周時 A 及 B 組血清 ALT、TBIL 水平降低（P 均＜0.05）。

表1 造模成功、治療1周、治療2周及治療4周時各組大鼠血清ALT、TBIL水平（）

表1 造模成功、治療1周、治療2周及治療4周時各組大鼠血清ALT、TBIL水平（）

組別A組B組C組n ALT（U/L）TBIL（μmol/L）造模成功350.75±11.58 354.07±11.42 353.00±11.53治療1周29.83±10.02 25.83± 3.11 328.53±17.25 12 12 12治療2周45.90±17.10 40.80±23.60 338.00±17.78治療4周50.17±14.00 40.07±16.11 333.67± 8.02造模成功1.78±0.13 1.79±0.09 1.80±0.06治療1周0.33±0.15 0.50±0.26 1.80±0.20治療2周0.30±0.21 0.47±0.21 1.50±0.46治療4周0.70±0.66 0.80±0.20 1.57±0.25

2.2 各組大鼠肝組織病理評分及病理變化 A 組大鼠肝纖維化、肝細胞壞死、脂肪變性評分分別為（2.42 ± 0.51）、（1.92 ± 0.51）、（1.83 ± 0.39）分，病理評分為（6.25 ± 0.87）分；B 組分別為（2.17 ±0.39）、（1.58 ± 0.51）、（1.75 ± 0.45）及（5.50 ±0.80）分；C 組分別為（3.67 ± 0.49）、（3.17 ± 0.39）、（1.83± 0.58）及（8.75± 1.14）分，與C 組比較，A 及B 組肝纖維化、肝細胞變性壞死評分低（P均＜0.05）。C 組的肝臟假小葉形成，肝細胞水腫變性、壞死（++），見少量脂肪空泡；A、B 組的肝臟假小葉的纖維纖細，肝細胞變性、壞死（+），見少量脂肪空泡（圖1）。

圖1 治療4周時各組肝組織病理變化（HE染色，200×）

3 討論

肝硬化是各種原因導致肝損傷終末期臨床表現，肝移植是目前臨床治療肝硬化的唯一手段，但肝源匱乏、費用昂貴及移植后排斥反應等諸多因素限制了其應用。MSC 具有抗肝纖維化的作用，因此MSC可能成為治療肝纖維化、肝硬化的有效手段。

研究［7］發現，將骨髓MSC（BMSC）細胞移植植入肝硬化大鼠體內，BMSC 細胞歸巢至肝臟后，首先分化成肝卵圓細胞，隨后分化成肝（樣）細胞，并證實BMSC 分化的肝前體細胞可減輕肝纖維化。當肝硬化患者接受MSC 移植治療后，患者肝功能、終末期肝病模型（MELD）評分及肝臟儲備功能分級標準（Child-Pugh）均明顯恢復，表明MSC 可改善肝功能及肝纖維化［8］。本研究結果發現，肝硬化大鼠給予mMSC、RS細胞治療后，血清ALT、TBIL水平均下降，同時病理結果證實大鼠肝壞死及肝纖維化情況均得到改善。

MSC 可通過多個環節抑制肝組織纖維化，一方面MSC 分化為肝細胞或者肝卵圓細胞促進肝臟修復再生［9］，MSC 植入肝臟后，可能與受損的肝細胞融合，或者分化為肝（樣）細胞［10-11］。不管是人源還是鼠源MSC 都可以表達肝細胞的某些基因型，因此，MSC 存在分化為肝細胞的潛能［12-13］。另一方面，MSC 通過旁分泌或產生細胞因子等機制抑制肝星狀細胞（HSC）的活化，促進HSC凋亡，減少細胞外基質（ECM）的形成［14］。MSC 與HSC 體外共培養時，可分泌某些細胞因子，抑制HSC 的增殖及活性［15］。研究［16］發現，BMSC 可通過干擾 LPS-TLR4 和 NF-κB 信號途徑抑制 HSC 的增殖和激活。Cao 等［17］研究發現，BMSC 可以抑制 ACTA2 和 HGF 表達，誘導 HSC凋亡。Kim 等［18］研究發現，MSC 可能通過 HGF 阻斷細胞外信號調節激酶的磷酸化作用，使α-SMA 陽性細胞的增殖受到抑制，從而抑制成纖維細胞的生長、增加凋亡，緩解肝纖維化。旁分泌作用的另一機制，MSC 可以通過分泌前列腺素E2 增加IL-10 的分泌，減少TNF-α、IFN-γ和IL-4水平，從而抑制炎癥，改善肝纖維化［19-20］。MSC 還可以促進基質金屬蛋白酶（MMP）的表達，從而降解EMC 減輕肝纖維化［21］。多數研究者［22-23］認為MSC 抗肝纖維化的機制是多方面機制共同作用的結果，即可能是免疫效應及旁分泌的協同作用，或是肝細胞分化、旁分泌效應、免疫效應三者共同發揮協同作用。

Colter等［1］在培養中發現，MSC多數為梭形成纖維細胞和大而扁平細胞，表面粗糙呈顆粒狀，即成熟MSC（mMSC），當MSC在進行極低密度接種時（3/cm2），單細胞克隆群中出現一種小而圓形的細胞，將其命名為RS 細胞，這類細胞體積小、顆粒度低，增殖迅速。RS 細胞表達與mMSC 不同的蛋白和表面抗原，已有研究發現RS細胞表面抗原數表達比mMSC更少，RS細胞表達 CD117、KDR 顯著高于 mMSC，表明 RS 細胞是一種更原始的細胞，具有更強的多向分化潛能。Javazon 等［24］通過觀察細胞增殖過程，認為RS細胞是mMSC 的前體細胞。當MSC 以3/cm2密度初始接種時，培養2周后細胞擴增可達2 000倍，培養6周增殖可達2×109倍；而當以5 000/cm2高密度接種時，細胞擴增15 倍左右后即停止生長［25］，表明MSC細胞亞群的組成與細胞接種的密度及時間相關，低密度接種可產生更多的RS細胞亞群。

綜上所述，肝組織內注射mMSC、RS 細胞的肝硬化大鼠治療后肝功能及肝纖維化均有改善，表明RS 細胞在改善肝纖維化方面與mMSC 有同樣功能。但我們在分離鑒定細胞時發現，mMSC 和RS 細胞體外HGF誘導培養后，RS細胞沒有向肝（樣）細胞分化的能力。今后應進一步探索RS細胞培養條件，包括細胞接種密度、時間和刺激劑種類，以及細胞輸注途徑、時機等，尋找更好的細胞亞群提高肝硬化治療的效果。