新疆釀酒葡萄中赭曲霉毒素A來源菌的篩選及其產毒條件研究

趙昊，全莉，于佳俊，張曉蒙，馬文瑞，武運*，薛潔*

1(新疆農業大學 食品科學與藥學學院，新疆 烏魯木齊，830052)2(中國食品發酵工業研究院，北京，100015) 3(天津科技大學 生物工程學院，天津，300457)

新疆地區自古以來就是我國主要葡萄及葡萄酒產地，具備得天獨厚的資源優勢。近年來，隨著新疆葡萄種植面積和葡萄酒企業數量的不斷增多，新疆葡萄酒產業得到了極大的發展，并逐漸成為新疆地區的經濟支柱產業[1-2]。隨著國民經濟水平的提升，食品質量安全問題愈發嚴峻，這也制約著葡萄酒產業的發展[3-4]。

眾多真菌毒素中，赭曲霉毒素因其強烈的生物毒性和潛在的致病性而備受關注，其毒性僅次于黃曲霉毒素[5-6]。赭曲霉毒素是霉菌中某些曲霉屬和青霉屬菌種產生的有毒代謝產物，包括具有相似化學結構的A，B，C，D(α)4種化合物。同時具有基因毒性、神經毒性、致畸性、免疫毒性和胚胎毒性等[7-9]。赭曲霉毒素A具有熱穩定性，即使在250 ℃高溫加工下，也只能去除一小部分赭曲霉毒素A(ochratoxin A,OTA)，無法完全降解[10]。OTA對葡萄酒的污染會影響整個葡萄酒市場，對OTA的控制是一個亟待解決的問題。

經過大量研究證實，OTA廣泛存在于谷物、水果、咖啡和葡萄酒中[11-14]。葡萄是易受OTA來源菌污染的農產品之一[15]，OTA來源菌的污染、生長、產毒是葡萄酒中存在OTA殘留的根本原因。目前，國內外關于新疆釀酒葡萄OTA來源菌分離篩選的相關文獻不多。本研究以新疆四大產區(焉耆盆地、吐哈盆地、天山北麓、伊犁河谷)釀酒葡萄和根系土壤為樣品，進行OTA來源菌的篩選及分離，并對其產毒條件進行探究，為構建葡萄酒OTA污染的預警機制提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料、試劑與培養基

葡萄樣品：赤霞珠和霞多麗，采自新疆四大產區(焉耆盆地、吐哈盆地、伊犁河谷、天山北麓)的健康和損傷葡萄。

土壤樣品：葡萄園區根系土壤，采集新疆四大產區酒莊葡萄種植園區的葡萄根系土壤。

酵母膏胨葡萄糖(yeast extract peptone dextrose,YPD)液體培養基、馬鈴薯葡萄糖瓊脂(potato dextrase agar,PDA)培養基、孟加拉紅培養基、察氏培養基。

霉菌DNA提取試劑盒，北京索萊寶科技有限公司；霉菌通用引物(ITS 1和ITS 4),上海生工生物工程技術服務有限公司；瓊脂糖，Biowest Agarose；Gold View，Sigma；改良式血球計數板，上海化科實驗器材有限公司。

1.2 儀器與設備

BX51熒光顯微鏡，OLYMPUS中國有限公司；電泳儀，北京六一儀器廠；LRH-250生化培養箱，上海恒科儀器有限公司；Multiskan FC酶標儀，上海天能科技有限公司；PHS-3CpH計，上海精密科學儀器有限公司；高壓滅菌鍋，上海申安醫療器械廠；SW-CJ-2FD超凈工作臺，蘇州凈化設備有限公司；DHZ-B全溫振蕩器，太倉市豪威實驗儀器制造有限公司；BioSpec-nano核酸蛋白檢測儀，德國Eppendorf公司；紫外成像系統、PCR儀，Bio-Rad。

1.3 實驗方法

1.3.1 樣品采集

葡萄樣品：用體積分數為75%的酒精擦拭手套后，均勻、隨機地于該品種種植區東、南、西、北、中5點取樣，每點取正常釀酒葡萄和落敗釀酒葡萄各1.0 kg，放置于無菌的密封袋中，制作標簽記錄樣品采集時間、地點、葡萄品種。

土壤樣品：用體積分數為75%的酒精擦拭鐵釬，均勻、隨機地挖取葡萄園區葡萄藤根部20 cm土壤，放置于無菌密封袋，制作采樣標簽記錄樣品采集時間、地點。

1.3.2 霉菌的分離純化

土壤樣品：稱取1 g土壤加入99 mL無菌生理鹽水中，以180 r/min在28 ℃下振蕩24 h，后續步驟參考雷紀峰[16]的方法。

1.3.3 熒光紫外法初步篩選疑似產OTA霉菌

將分離純化好的霉菌轉接到察氏培養基上，倒置于28 ℃恒溫培養箱培養72 h，在460 nm紫外燈照射下，以不接種的相應平板作對照，觀察平板上是否能夠產熒光。

1.3.4 ELISA法確定OTA來源菌

挑選出能產綠色或者黃綠色熒光的霉菌接種到察氏培養基上28 ℃培養7 d，加15 mL甲醇并用封口膜封住平皿，來回晃動平皿5 min，放置于遮光環境下浸提3 h。用0.22 μm濾膜過濾提取液，提取整個平板的毒素，用酶聯免疫(enzyme-linked immunoassay,ELISA)試劑盒法測霉菌浸提液OTA含量，確定OTA來源菌株，具體步驟參照全莉等[17]的方法。

1.3.5 OTA來源菌的形態觀察

將分離純化的菌株滴落于載玻片上，在顯微鏡下觀察菌體形態，進行初步鑒定。

1.3.6 OTA來源菌ITS rDNA序列鑒定

1.3.6.1 DNA提取

用霉菌DNA提取試劑盒對分離純化的霉菌DNA進行提取，提取步驟按試劑盒說明書進行。

1.3.6.2 ITS rDNA PCR擴增

具體步驟參照耿曉杰等[18]的方法，并通過DNA濃度檢測和瓊脂糖凝膠電泳確定DNA濃度及ITS區域(400～800 bp)是否獲得了目的片段。

1.3.6.3 序列分析

將PCR引物送生工生物工程(上海)股份有限公司進行測序，測序結果在美國國家生物信息中心(National Center for Biotechnology Information,NCBI)中進行BLAST對比分析，通過與Genbank數據庫中已知序列進行同源性比對確定待測菌株種屬。

1.3.7 OTA來源菌接種至釀酒葡萄方法

1.3.7.1 OTA來源菌懸液的制備

具體步驟參照彭婭萍[19]的方法，最終稀釋菌懸液孢子至106、107、108個/mL備用，每個試驗處理做3個重復。

1.3.7.2 OTA來源菌的接種

取200 g無損傷、大小均勻的整串釀酒葡萄置于體積分數為75%的乙醇中1 min，浸泡后用無菌水清洗2～3次，待葡萄表面干燥后接種。

將干燥后的釀酒葡萄，用一次性注射器在每個洗凈、干燥的釀酒葡萄表面穿刺2～3個針孔，刺入深度2 mm，針孔直徑約0.5 mm，為損傷釀酒葡萄。

分別將200 g洗凈、干燥釀酒葡萄和損傷釀酒葡萄浸泡濃度為106、107、108個/mL的炭黑曲霉菌懸浮液中，浸泡5 min后移出至250 mL的燒杯中，用封口膜密封，每天取樣觀察葡萄感染情況，檢測炭黑曲霉產OTA情況。

1.3.8 OTA來源菌產OTA條件的研究

選取產OTA量較高的菌株進行單因素試驗。

1.3.8.1 溫度對OTA來源菌產OTA的影響

將接種量為107個/mL的無損釀酒葡萄放置于恒溫恒濕培養箱中，控制相對濕度為75%，光照條件為光暗交替，溫度設為18、28、38 ℃。每隔24 h，連續7 d 測OTA含量。

1.3.8.2 相對濕度對OTA來源菌產OTA的影響

將接種量為107個/mL的無損釀酒葡萄放置于恒溫恒濕培養箱中，控制溫度為28 ℃，光照條件為光暗交替，相對濕度設為65%、75%、85%。在培養后每隔24 h，連續7 d測OTA含量。

1.3.8.3 接種量對OTA來源菌產OTA的影響

分別將接種量為106、107、108個/mL的無損釀酒葡萄置放于恒溫恒濕培養箱中，控制溫度為28 ℃，光照條件為光暗交替，相對濕度設為75%。在培養后每隔24 h，連續7 d 測OTA含量。

1.3.8.4 光照條件對OTA來源菌產OTA的影響

將接種量為107個/mL的無損釀酒葡萄放置于恒溫恒濕培養箱中，控制溫度28 ℃，相對濕度設為75%，光照條件設為光照、光暗交替、避光。在培養后每隔24 h，連續7 d 測OTA含量。

1.3.8.5 葡萄有無損傷對OTA來源菌產OTA的影響

分別將接種量為107個/mL的無損釀酒葡萄和損傷釀酒葡萄放置于恒溫恒濕培養箱中，控制溫度為28 ℃，光照條件為光暗交替，相對濕度設為75%。在培養后每隔24 h，連續7 d 測OTA含量。

1.3.8.6 樣品OTA測量方法

每次取釀酒葡萄10 g于10 mL離心管中，用滅菌過的玻璃棒進行破碎處理，離心后采用ELISA試劑盒法參照1.3.4小節的方法測OTA含量。

1.4數據分析

試驗數據處理運用Excel 2018、Origin 8.5及SPSS 19.0軟件。

2 結果與分析

2.1 霉菌分離情況

采用PDA 培養基和孟加拉紅培養基對葡萄及根系土壤中的真菌進行分離。在葡萄果實中分離到25個單個菌落真菌，在葡萄根系土壤中分離到5個單個菌落，說明葡萄果實更易被有害菌污染。將分離出霉菌接種至PDA培養基進行二次分離純化，通過鏡檢排除酵母菌，最終收集12株不同形態的霉菌，圖1為部分霉菌分離純化后的形態。

圖1 部分霉菌的菌落形態圖Fig.1 Colony morphology of partial molds

2.2 OTA來源菌的篩選及形態觀察

通過熒光紫外法初篩，12株霉菌中有3株產熒光，占25.0%。將3株產熒光的霉菌單點接種至胡蘿卜瓊脂培養基上28 ℃培養7 d，提取整個培養基毒素，用ELISA試劑盒檢測提取液OTA含量，1株確定為假陽性，其余2株產OTA，標號為M2和M7，OTA產量如表1所示。

圖2為M2和M7在顯微鏡下細胞形態，2株霉菌的細胞形態有典型的帚狀分支，分生孢子梗做二三次分支，分生孢子鏈呈分散柱狀，具有典型的曲霉細胞形態，呈黃褐色、黑色，中心呈青黃色或紅褐色，邊緣白色，質地絲狀、絮狀較緊實，菌株邊緣有較多氣生菌絲，反面土黃色，菌落大小約40 mm。這與OTA來源菌主要以青霉和曲霉屬為主的相關文獻報道一致，雷紀鋒等[6]從寧波地區的農莊葡萄中篩選出了8株OTA來源菌，包括5株青霉和3株曲霉；彭婭萍等[9]從江蘇鎮江市句容葡萄園的葡萄、土壤及枝葉中篩選出3株OTA來源菌，為青霉和曲霉。

表1 產熒光菌株生成OTA的含量Table 1 OTA concent produced by fluoresce strains

a-菌株M2;b-菌株M7圖2 兩株OTA來源菌細胞形態圖Fig.2 Cell morphology of two OTA-derived strains

2.3 霉菌ITS rDNA序列鑒定

2.3.1 霉菌ITS rDNA區域擴增結果

以OTA來源菌DNA為模板，對ITS區域特異性擴增后的產物進行電泳后在凝膠成像系統下進行觀察，結果如圖3所示。2株OTA來源菌特異性片段擴增結果良好，條帶清晰且唯一，分子量約為600 bp，符合DNA測序要求，可以送至生物公司測序。

1-對照;2-Marker圖3 兩株OTA來源菌ITS rDNA擴增瓊脂糖 凝膠電泳圖Fig.3 Agarose gel electrophoresis of two strains of OTA ITS rDNA amplified by agarose gel electrophoresis

2.3.2 BLAST比對結果

OTA來源菌測序結果經BLAST比對，結果如表2所示。霉菌M2和M7分別為黑曲霉Aspergillusniger和炭黑曲霉Aspergilluscarbonarius，與菌株形態觀察結果基本一致。

表2 OTA來源菌測序結果比對Table 2 Comparison of sequencing results of OTA- derived bacteria

2.4 不同溫度條件下炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA情況

不同溫度條件下，炭黑曲霉感染赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA情況如圖4所示。

a-赤霞珠葡萄；b-霞多麗葡萄圖4 不同溫度炭黑曲霉感染赤霞珠葡萄和 霞多麗葡萄OTA含量的變化Fig.4 Changes of OTA content in Cabernet Sauvignon and Chardonnay grape infected by A.carbonarius at different temperatures

由圖4-a可知，不同溫度條件下，感染炭黑曲霉的赤霞珠葡萄OTA含量明顯高于未感染的對照組；28、38 ℃條件下，感染炭黑曲霉的赤霞珠葡萄在第3～6天產OTA能力較強，在第4天產OTA量達到峰值，分別為1.82和1.64 μg/L，產OTA能力呈先上升后快速降低的趨勢；18 ℃條件下，感染炭黑曲霉的赤霞珠葡萄產OTA能力較為均衡，平均含量為0.78 μg/L，說明18 ℃時炭黑曲霉菌株的產OTA能力低于28和38 ℃；18 ℃時，被感染的赤霞珠OTA產量明顯較低，這可能與低溫條件不適宜霉菌生長代謝有關；由圖4-b可知，不同溫度條件下，感染炭黑曲霉的霞多麗葡萄OTA含量明顯高于未感染的對照組；18、28、38 ℃條件下，感染炭黑曲霉的霞多麗葡萄在第2～5天產OTA能力較強，第3天達到峰值，產OTA能力均呈逐漸上升后降低的趨勢；溫度為18 ℃時，被感染的霞多麗OTA產量略低于溫度28、38 ℃，但差異不大。

以上結果表明，不同溫度條件下，炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA能力存在明顯差異且顯著高于對照組。炭黑曲霉在赤霞珠葡萄上的產OTA量略低于在霞多麗葡萄上的產OTA量；接種第3天，霞多麗葡萄OTA含量出現峰值且平均含量為1.75 μg/L，接種第4天，赤霞珠葡萄OTA含量出現峰值且平均含量為1.46 μg/L，說明成熟的霞多麗葡萄比赤霞珠葡萄更易感染炭黑曲霉，并且霞多麗葡萄產OTA量高于赤霞珠葡萄的產OTA量；溫度為18 ℃時，炭黑曲霉在赤霞珠、霞多麗葡萄上的產OTA量均較低，說明低溫一定程度抑制了炭黑曲霉的產OTA能力；觀察葡萄表面感染情況時，發現溫度為38 ℃時，釀酒葡萄易明顯發生感染雜菌的情況，可能與細菌在38 ℃時存活能力較強有關。

2.5 不同濕度條件下炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA情況

不同濕度條件下，炭黑曲霉感染赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA情況如圖5所示。由圖5-a可知，不同濕度條件下，感染炭黑曲霉的赤霞珠葡萄OTA含量明顯高于未感染對照組；感染炭黑曲霉的赤霞珠葡萄OTA含量由高到低為相對濕度85%>相對濕度75%>相對濕度65%，但總體差異不大；赤霞珠葡萄被感染的第4天產OTA量達到峰值，產OTA量呈先迅速上升后快速降低的趨勢；由圖5-b可知，不同濕度條件下，感染炭黑曲霉的霞多麗葡萄明顯高于未感染的對照組；感染炭黑曲霉的霞多麗葡萄OTA含量由高至低為相對濕度85%>相對濕度75%>相對濕度65%，但差異不明顯；霞多麗葡萄被感染的第3天產OTA量達到峰值，產OTA量同樣呈先迅速上升后快速降低的趨勢。

總的來說，不同濕度條件下，炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA能力存在的差異不明顯，但顯著高于；炭黑曲霉在赤霞珠葡萄上的產OTA量略低于在霞多麗葡萄上的產OTA量；感染第3天，霞多麗葡萄產OTA量出現峰值，感染第4天，赤霞珠葡萄產OTA量出現峰值，說明成熟的霞多麗比赤霞珠葡萄更易感染炭黑曲霉并產OTA；隨著相對濕度逐漸增加，炭黑曲霉在赤霞珠、霞多麗葡萄上的產OTA量也逐漸增加，但增加差異不明顯，說明較高的濕度環境中，炭黑曲霉更易感染釀酒葡萄并產OTA；觀察葡萄表面感染情況時，發現各濕度條件下，釀酒葡萄陸續出現感染雜菌的情況，說明高濕度時成熟葡萄容易被微生物感染，但組間差異不明顯，可能與相對濕度設置均較高有關。

a-赤霞珠葡萄;b-霞多麗葡萄圖5 不同濕度炭黑曲霉感染赤霞珠葡萄和 霞多麗葡萄OTA含量的變化Fig.5 Changes of OTA content in Cabernet Sauvignon and Chardonnay grape infected by A.carbonarius with different humidity

2.6 不同接種量條件下炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA情況

不同接種量條件下，炭黑曲霉感染赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA情況如圖6所示。由圖6-a可知，不同接種量條件下，被感染的赤霞珠葡萄OTA含量明顯高于對照組；炭黑曲霉菌懸液孢子數越高，被感染的赤霞珠葡萄OTA含量就越高；赤霞珠葡萄被感染的第4～5天產OTA量最高；被感染的赤霞珠葡萄產OTA量總體呈先上升后降低的趨勢，炭黑曲霉菌懸液孢子數為108個/mL時，被感染赤霞珠葡萄OTA含量降低不明顯；由圖6-b可知，不同接種量條件下，被感染的霞多麗葡萄OTA含量明顯高于對照組；炭黑曲霉菌懸液孢子數越高，被感染的霞多麗葡萄OTA含量就越高；赤霞珠葡萄被感染的第2～4天產OTA量較高，炭黑曲霉菌懸液孢子數為108個/mL時，被感染的霞多麗葡萄OTA含量顯著高于菌懸液孢子數為106個/mL；被感染的霞多麗葡萄產OTA量總體呈先上升后降低的趨勢，但炭黑曲霉菌懸液孢子數為108個/mL時，被感染霞多麗葡萄OTA含量降低不明顯。

a-赤霞珠葡萄;b-霞多麗葡萄圖6 不同接種量下炭黑曲霉感染赤霞珠葡萄和 霞多麗葡萄OTA含量的變化情況Fig.6 Changes of OTA content in Cabernet Sauvignon and Chardonnay grape infected by A.carbonarius at different inoculation amounts

總的來說，不同接種量條件下，炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA能力存在明顯差異，且被感染的釀酒葡萄OTA含量顯著高于對照組；炭黑曲霉菌懸液孢子數與被感染的釀酒葡萄OTA含量呈正相關；被感染的釀酒葡萄OTA含量隨感染時間增加呈先上升后下降趨勢，但炭黑曲霉菌懸液孢子數為108個/mL時，被感染霞多麗葡萄OTA含量降低不明顯；觀察葡萄表面感染情況時，發現黑曲霉菌懸液孢子數為108個/mL時，釀酒葡萄幾乎沒有感染雜菌。

2.7 不同光照條件下炭黑曲霉感染釀酒葡萄產OTA情況

不同光照條件下，炭黑曲霉感染赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA情況如圖7所示，由圖7-a可知，不同光照條件下，感染炭黑曲霉的赤霞珠葡萄OTA含量明顯高于未感染的對照組；黑暗條件下的赤霞珠葡萄感染炭黑曲霉后OTA含量明顯高于光照條件下的赤霞珠葡萄，而光暗交替條件下赤霞珠葡萄感染炭黑曲霉后OTA含量居中；赤霞珠葡萄被感染的第3～5天產OTA量較高，最高為黑暗條件下第4天，OTA含量為1.72 μg/L；另外，赤霞珠葡萄被感染后OTA含量均呈先上升后降低的趨勢，感染組和對照組感染雜菌情況較少；由圖7-b可知，不同光照條件下，感染炭黑曲霉的霞多麗葡萄OTA含量明顯高于未感染的對照組；被感染的霞多麗葡萄OTA含量由高到低為黑暗環境>黑暗交替環境>光照環境；霞多麗葡萄被感染的第2～4天產OTA量較高，最高為黑暗條件下第3天，OTA含量為2.35 μg/L；另外，被感染的霞多麗葡萄OTA含量也呈先上升后降低的趨勢。

a-赤霞珠葡萄;b-霞多麗葡萄圖7 不同光照下炭黑曲霉感染赤霞珠葡萄和 霞多麗葡萄OTA含量的變化情況Fig.7 Changes of OTA content in Cabernet Sauvignon and Chardonnay grape infected by A.carbonarius under different illumination

以上結果表明，不同光照條件下的釀酒葡萄感染炭黑曲霉產OTA能力存在明顯差異，且顯著高于對照組；炭黑曲霉感染赤霞珠葡萄的OTA含量略低于霞多麗；黑暗條件下，炭黑曲霉感染釀酒葡萄的OTA含量明顯高于光照條件下被感染的釀酒葡萄OTA含量，說明炭黑曲霉在光照條件下產OTA能力較弱；觀察葡萄表面感染情況時，發現部分霞多麗葡萄感染雜菌。

2.8 炭黑曲霉接種至有無損傷釀酒葡萄上產OTA情況

炭黑曲霉感染有無損傷的赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA情況如圖8所示，由圖8-a可知，感染了炭黑曲霉的赤霞珠葡萄OTA含量明顯高于未感染的對照組；有損傷的赤霞珠葡萄感染炭黑曲霉后OTA含量明顯高于無損傷的赤霞珠葡萄；有損傷赤霞珠葡萄被感染的第3天產OTA量達到峰值，無損傷赤霞珠葡萄被感染的第4天產OTA量達到峰值，產OTA量均呈先上升后降低的趨勢；另外，對照組有損傷的赤霞珠葡萄OTA含量逐漸上升，可能與葡萄損傷后在接種過程中感染產OTA霉菌有關；由圖8-b可知，感染了炭黑曲霉的霞多麗葡萄OTA含量明顯高于未感染的對照組；有損傷的霞多麗葡萄感染炭黑曲霉后OTA含量明顯高于無損傷的赤霞珠葡萄，說明成熟釀酒葡萄損傷后更易感染炭黑曲霉菌；有損傷霞多麗葡萄被感染的第2天產OTA量達到峰值，無損傷赤霞珠葡萄被感染的第3天產OTA量達到峰值，產OTA量呈先上升后降低的趨勢；同樣，對照組有損傷的霞多麗葡萄OTA含量逐漸上升，可能與取樣過程感染OTA來源霉菌有關。

a-赤霞珠葡萄;b-霞多麗葡萄圖8 炭黑曲霉感染有無損傷赤霞珠葡萄和 霞多麗葡萄OTA含量的變化情況Fig.8 Changes of OTA content in Cabernet Sauvignon and Chardonnay grape infected by A.carbonarius without damage

以上結果表明，有無損傷的釀酒葡萄感染炭黑曲霉產OTA能力存在的差異十分明顯，且顯著高于對照組；炭黑曲霉在赤霞珠葡萄上的產OTA量略低于在霞多麗葡萄上的產OTA量；有損傷赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA量比無損傷赤霞珠、霞多麗葡萄產OTA量出現峰值的日期提前了一天，且有損傷的釀酒葡萄OTA含量呈逐漸上升趨勢，說明有損傷的釀酒葡萄比無損傷的釀酒葡萄更易感染炭黑曲霉并產OTA；觀察葡萄表面感染情況時，發現有損傷的釀酒葡萄明顯感染雜菌。

3 結論

通過對新疆地區不同產區葡萄品種和根系土壤中霉菌的分離，共分離出霉菌12株，這其中有3株產黃綠色熒光，經檢測有2株為OTA來源菌，分別A.niger和A.carbonarius，且炭黑曲霉產OTA含量較高；單因素試驗結果表明，接種量、溫度、釀酒葡萄有無損傷這幾個條件對炭黑曲霉產OTA能力的影響較為明顯，各條件下，炭黑曲霉感染成熟霞多麗葡萄的OTA含量高于炭黑曲霉感染赤霞珠葡萄的OTA含量且OTA含量基本呈現先上升后降低的趨勢，這與霉菌更易感染果皮較薄且酸度較低、含糖量較高的釀酒葡萄有關[20]。因此，對于酒莊來說，本研究可為構建葡萄酒OTA污染的預警機制提供理論依據。