晉西北不同土地管理方式對土壤碳氮、酶活性及微生物的影響

2019-08-20 10:57:22劉兵兵劉海龍

生態學報 2019年12期

劉爽,王雅,劉兵兵,劉海龍,劉勇

1 山西大學黃土高原研究所,太原 030006 2 山西省農業科學院農業環境與資源研究所,山西省土壤環境與養分資源重點實驗室,太原 030031 3 中國農業科學院農業信息研究所/農業部農業信息服務技術重點實驗室,北京 100081

土地利用和管理是人類利用土地各種活動的綜合反映,是影響土壤肥力變化的主要因素[1]。不同的土地利用和管理方式,因植被覆被(草地、荒地、農地)、人為活動(耕作和免耕)等不同,對土壤理化性狀產生影響,進而影響土壤酶活性在土壤垂直方向上的分布[2],并對土壤微生物群落結構和多樣性產生影響[3-4]。土壤酶在土壤生態系統的物質循環和能量流動方面扮演著重要角色,它參與土壤的發生發育以及土壤肥力形成和演化的全過程,具有高度催化作用[5]。土壤酶活性可反映土壤中生物化學過程的強度和方向,可作為評價土壤肥力狀況的指標,也可作指示土壤生態系統的健康和可持續性以及土地管理引起為土壤質量變化的生物活性指標[6- 8]。有研究表明,肥料、作物殘體和耕作管理方式可影響土壤酶的分布和活性[9-10]

土壤微生物群落是土壤重要的活體成分,作為土壤養分轉化和循環的催化劑,是土壤碳氮元素礦化的來源,其數量和活性是評價土壤質量的重要指標[11]。土壤微生物對環境變化具有敏感性,不同的管理方式、土壤、植被條件下,微生物各群落對環境因素的響應不同,對其數量的消長和種群結構可產生較大的影響[12]。土壤微生物與土壤酶緊密聯系,在土壤生態系統服務傳遞過程中扮演重要的角色[13],兩者參與有機物質分解和合成,以及無機物的氧化與還原的過程,因此是土壤生態系統代謝的重要動力[14]。

為了更好地了解晉西北地區不同土地管理方式對土壤質量的影響,本試驗在山西省北部忻州市五寨縣設置四種土地管理方式,苜蓿樣地、免耕樣地、翻耕樣地和荒地(對照),研究不同管理方式對土壤肥力、土壤酶(蔗糖酶、磷酸酶、過氧化氫酶、脲酶)活性的影響,分析不同管理方式土壤微生物群落結構和多樣性,以及微生物與土壤環境因子的關系,評估不同土地管理方式對土壤質量的影響,以期為晉西北地區土地管理和生態建設提供參考。

1 材料與方法

1.1 區域概況

研究區位于山西省忻州市五寨縣胡會鄉石咀頭村,具體地理位置為111°28′—113°E和38°44′—39°17′N,涵蓋華北黃土高原的半干旱區和沙區。該區屬于溫帶大陸性氣候,冬季受蒙古西伯利亞高壓控制,長而嚴寒,且雨雪偏少；春季干旱多風,氣候干燥；夏季氣溫適中且雨量高度集中；該地區晝夜溫差大,年平均氣溫4.9℃左右,1月最冷(-13.3℃),7月最熱(20.1℃)。無霜期120 d左右,有效積溫2452℃,該區年平均降雨量在450—500 mm之間,降水多集中于7月和8月,約占年降水量的44%。根據中國土壤分類系統,研究區土壤為沙黃土,與土壤分類學中認為典型旱成土相似,土壤質地松散,孔隙度高,滲透性好,通氣性強,肥力低,土壤有機質含量低[15]。

1.2 研究方法

1.2.1 樣地選擇及設置

2015年8月下旬于山西省忻州市五寨縣石咀頭村,選擇四種在當地具有代表性的土地利用和管理方式進行試驗研究：研究中選取的100 m(長)× 80 m(寬)的地塊,在實驗當地進行調查,該地塊自1965年開始未受到人為干擾。該地塊在實驗前,為撂荒地,自2008年開始,對該地塊進行開墾。當地主要以傳統翻耕種植玉米為主,且多為多年連作的方式。本研究中的4塊實驗樣地,每一塊實驗樣地為100 m(長)× 20 m(寬),4塊實驗樣地具體設置如下：一塊樣地種植紫花苜蓿,從2008—2015年未進行耕作(免耕苜蓿樣地MX),苜蓿自2008年種植后,每年秋季不進行收割,不進行任何耕作措施；另一個樣地于2008年春季,進行常規的翻耕起壟,于常規耕作下2008—2015年種植玉米(Zea mays L.)(翻耕樣地FG),于每年春季播種前翻耕一次,翻耕深度約為50 cm,秋季籽實收獲后,地上部分秸稈于第二年春季移除地塊；第三塊樣地于2008年春季,采用免耕播種機進行播種,于2008—2015年免耕種植玉米(免耕樣地MG),秋季籽實收獲后,秸稈全部粉碎覆蓋于地表；最后一個地塊不進行任何耕種措施(荒地HD),地表主要以草本為主,且植被覆蓋較少。

1.2.2 樣品采集及預處理

本實驗在每個樣地各設置10 m×10 m樣方3個,在每個樣方內設置5個取樣點,采用5 點混合取樣法采集土壤樣品,即利用對角線法選取5個點,首先去除地表植被和覆蓋物,再用土鉆鉆取0—50 cm深的土壤樣品,從上至下10 cm等間距取樣,每一個樣方內采集土壤樣品數為：5個采樣點×5深度=25個,進行5點混合,即將每個深度上的5個采樣點的土壤樣品進行等量均勻混合,后最終每個樣方內土壤樣品數為5個,每個樣地3個樣方,每個樣地的土壤樣品數為15個。每個樣品取樣重量200—300 g,將所取的新鮮土樣分為兩份,用無菌自封袋密封,置于冰盒盡快帶回實驗室,并于-20℃下保存。在24 h之內,將每個樣地的同一土層深度的5個土壤樣品混合均勻并過直徑為2 mm的網篩,除去根系、石塊等雜物。其中一部分風干后用于土壤化學性質的測定；另一部分放入-80℃冰箱保存,用于土壤酶活性測定和和高通量測序。

1.2.3 土壤化學性質和酶活性測定

1.2.4 樣品DNA提取和高通量測序

將四個樣地的所采取的0—10 cm深度的3個重復土壤樣品和10—20 cm深度的3個重復土壤樣品均勻混合為一個樣品后,分別稱取0.5 g,用于DNA提?。豪猛寥涝噭┖?PowerSoil? DNA Isolation 試劑盒) 按照試劑盒操作步驟提取樣本的DNA．將提取的基因組DNA,利用引物序列520F(AYTGGGYDTAAAGNG)和802R(TACNVGGGTATCTAATCC)對細菌16S rDNA高變區V4區進行擴增；ITS1F(TCCGTAGGTGAACCTGCGG)和ITS2R(GCTGCGTTCTTCATCGATGC)對真菌ITS1區2域進行擴增。利用引物序列PCR反應條件為：98℃預變性30 s；98℃變性30 s；50℃退火30 s；72℃延伸30 s；27個循環；72℃保溫5 min,在4℃下保存。擴增結果進行2%瓊脂糖凝膠電泳,最后將擴增產物進行Illumina MiSeq高通量測序與分析。本研究的測序和生物信息服務在上海派森諾生物科技有限公司完成。

1.3 數據處理與分析

微生物群落OTU分析：首先運用QIIME軟件識別疑問序列：軟件剔除長度小于50 bp 的序列以及序列尾部質量值在20以下的堿基,再對低復雜度的序列進行過濾,去除預處理后序列中的非擴增區域序列,并利用USEARCH檢查并去除序列中的嵌合體。再利用Uclust 軟件對符合要求的序列在97%的相似水平上進行OUT聚類,并采用Greengene數據庫對所得序列進行比對分析,最后以97%的相似性作為閾值劃分操作分類單元(OTU)。

微生物群落多樣性分析：利用QIIME軟件對土壤樣品中細菌和真菌的α多樣性值進行計算,包括群落豐富度指數Chao1和ACE,群落多樣性的指數Shanon(H)[18]和Simpson(D)[19]。

式中,S是微生物群落中物種的總數目。Pi為物種i的相對豐度,即Pi=Ni/N,Ni是調查樣方內物種i的植株數量,N是調查樣方內所有物種的數量。

統計分析：應用SPSS 22.0軟件對不同樣地同一土層深度的土壤酶和各化學性質間的顯著性差異進行單因素方差分析(one—way analysis)和多重比較分析(LSD),顯著性水平設為P<0.05。應用Canoco 4.5對土壤化學性質、土壤酶活性和微生物群落之間的關系進行冗余分析(RDA)。應用Origin 9.0軟件進行圖形繪制。

2 結果與分析

2.1 土壤化學性質

2.2 土壤酶活性

土壤酶主要來源于動植物及微生物細胞的分泌及其殘體的腐解。在0—50 cm土層深度,4個樣地的土壤過氧化氫酶隨深度的增加變化趨勢基本一致,即都隨著土層深度的增加而降低。苜蓿樣地0—50 cm深度土壤過氧化氫酶活性變化范圍為2.36—3.95 mg g-1h-1,顯著高于其他樣地,而荒地土壤過氧化氫酶活性變化范圍為0.62—0.97 mg g-1h-1,顯著低于其他樣地。在0—30 cm土層,不同土地恢復模式對土壤蔗糖酶活性影響一致,免耕樣地土壤蔗糖酶活性顯著高于其他樣地,表層0—10 cm酶活性值最高(860 mg kg-1h-1),,而荒地蔗糖酶活性最低；而30—40 cm,蔗糖酶活性在四個樣地之間呈現顯著性差異,表現為：翻耕>苜蓿>免耕>荒地。4種土地恢復模式下,土壤脲酶基本表現為0—10 cm深度活性最高,苜蓿樣地的脲酶活性在0—10 cm和20—30 cm顯著高于其他樣地,而在10—20 cm和30—50 cm,翻耕樣地脲酶活性顯著高于其他樣地。總體上,苜蓿和翻耕樣地脲酶活性顯著高于其他兩樣地。不同土地管理方式對土壤磷酸酶活性的影響,表現為0—10 cm土層,翻耕樣地顯著低于其他樣地；10—50 cm土層,總體表現為免耕樣地土壤磷酸酶活性最高,荒地最低；其中在10—30 cm和40—50 cm,免耕樣地磷酸酶活性顯著高于其他樣地(圖1)。

MG：免耕 No tillage land；FG：翻耕 Conventional tillage land；MX：苜蓿 Alfalfa land；HD：荒地 Uncultivated land。不同字母表示不同樣地同一土層之間P<0.05水平上差異顯著

圖1 不同土地管理方式下土壤酶活性Fig.1 Soil enzyme activities under different management practicesMG：免耕 No tillage land；FG：翻耕 Conventional tillage land；MX：苜蓿 Alfalfa land；HD：荒地 Uncultivated land。圖中不同字母表示同一土層不同樣地之間P<0.05差異顯著

2.3 土壤微生物群落分布

2.3.1 門水平土壤優勢菌群分布特征

4個樣地土壤微生物在門水平上細菌相對豐度大于1%的共有9個門,分別是變形菌門(Proteobacteria)、放線菌門(Actinobacteria)、酸桿菌門(Acidobacteria)、綠彎菌門(Chloroflexi)、浮霉菌門(Planctomycetes)芽單胞菌門(Gemmmatimonadetes)、疣微菌門(Verrucomicrobia)、硝化螺旋菌門(Nitrospirae)和擬桿菌門(Bacteroidetes)。其中變形菌門所占的相對豐度最大(21.4%—23.0%),其次是放線菌門和酸桿菌門,相對豐度分別為18.7%—23.0%和17.5%—19.9%。4個樣地的細菌在門水平上的群落分布存在一定的差異。對豐度最大的變形菌門在4個樣地的相對豐度表現為：翻耕(25%)>荒地(23%)>苜蓿(22%)>免耕(21%)；放線菌門、酸桿菌門和綠彎菌門在免耕樣地相對豐度都最大(圖2)。4個樣地在門水平上的優勢真菌相對豐度大于1%的共有11個門,主要包括子囊菌門(Ascomycota)、接合菌門(Zygomycota)和擔子菌門(Basidiomycota),相對豐度分別為61.4%—72.8%、1.3%—18.6%和4.6 %—14.1%,未命名的菌門占0.7%—14.8%(圖3)。相對豐度最大的子囊菌門在4個樣地的相對豐度表現為：苜蓿>免耕>翻耕>荒地。接合菌門在翻耕樣地的相對豐度最大(19%),荒地最小(1.3%)；擔子菌門在荒地的相對豐度最大(21%)(圖3)。

圖2 門水平細菌群落結構及分布Fig.2 Bacterial communities and distribution at the phylum level

圖3 門水平真菌群落結構及分布 Fig.3 Fungal communities and distribution at the phylum level

2.3.2 綱水平土壤優勢菌群分布特征

對細菌群落的變形菌門(A)、放線菌門(B)、酸桿菌門(C)和綠彎菌門(D)以及真菌群落的子囊菌門(E)和擔子菌門(F)的菌群在綱水平上進行分析(圖4),4個樣地中-變形菌綱(Alphaproteobacteria)是變形菌門中相對豐度最大的菌群,約占比例50.9%—64.0%,其次是β-變形菌綱、γ-變形菌綱和δ-變形菌綱,約占比例分別為13.8%—22.2%、9.6%—16.9%和9.8%—12.3%(圖4A)。組成放線菌門的菌群有7個綱,相對豐度較高的為放線菌綱、嗜熱菌綱、酸微菌綱和MB-A2- 108,放線菌綱和嗜熱菌綱為優勢放線菌,所占比例分別為38.5%—53.8%和25.2%—35.9%,而酸微菌綱和MB-A2- 108所占比例較低(圖4B)。酸桿菌門中相對豐度較高的菌群是6-酸桿菌綱和Chloracidobacteria,所占比例為60.2%—64.1%和25.2%—29.9%(圖4C)。綠彎菌門中主要有厭氧繩菌綱(Anaerolineae)、綠彎菌綱(Chloroflexi)、Ellin6529和Gitt-GS- 136,其中厭氧繩菌綱、綠彎菌綱和Ellin6529相對豐度較高,分別占18.5%—30.0%、21.4%—29.1%和18.8%—37.6%(圖4D)。真菌群落的子囊菌門中古菌根菌綱(Archaeorhizomycetes)所占相對豐度比例最高,4個樣地所占比例基本相同,其次為座囊菌綱(Dothideomycetes)、散囊菌綱(Eurotiomycetes)、糞殼菌綱(Sordariomycetes),所占比例分別為3.37%—6.90%、1.60%—2.24%和17.9%—30.8%(圖4E)。組成擔子菌門的菌綱主要有傘菌綱(Agaricomycetes)、銀耳綱(Tremellomycetes),以及未確定和命名分類的菌綱,其中傘菌綱和銀耳綱相對豐度較高,分別為33.4%—76.2%和18.8%—59.7%(圖4F),另外一個相對豐度較高的接合菌門,其綱水平的菌種未確定。

圖4 綱水平土壤優勢菌群落結構及分布Fig.4 Soil dominant microbes communities and distribution at the class level

2.4 土壤微生物群落多樣性

基于序列在97%的相似水平上進行OUT聚類,4個樣地微生物多樣性見表2。Chao1和ACE用來衡量群落豐富度指數,指數越大,其豐富度越高,而Shannon指數值越高,表明群落的多樣性越高。表2所示,苜蓿樣地土壤細菌群落豐富度最高,Chao1和ACE指數分別為8064.43和8553.70,其次為免耕樣地,Chao1和ACE指數分別為7668.94和8311.15,荒地最低(Chao1為5812.21,ACE為5911.68)。苜蓿樣地土壤細菌群落Shannon指數最高(10.50),說明苜蓿樣地土壤細菌群落多樣性最高,其次為荒地(10.45)和免耕(10.42),翻耕樣地土壤細菌群落多樣性最低,Shannon指數為10.32(表2)。對真菌群落進行分析,免耕樣地土壤真菌群落豐富度最高,Chao1和ACE指數分別為926.00和1060.44,其次是苜蓿和翻耕樣地,荒地最低。免耕樣地的Shannon指數最高(6.92),表明免耕樣地土壤真菌群落多樣性最高,其次為苜蓿和荒地,翻耕樣地土壤真菌群落多樣性最低,Shannon指數為6.00(表2)?？傮w上,苜蓿和免耕樣地土壤細菌和真菌群落豐富度和多樣性都較高,翻耕樣地土壤細菌和真菌群落豐富度較高,但多樣性較低,而荒地土壤細菌和真菌群落豐富度較低,但多樣性較高。

2.5 土壤微生物優勢菌群與土壤化學性質的關系

對土壤微生物優勢細菌和真菌群落相對豐度和土壤環境因子進行RDA冗余分析(圖5),圖中大寫字母多對應的微生物種類見表3,分析結果顯示,細菌豐度分布在第一軸和第二軸累計解釋變量分別達到74.2%和92.4%,對于真菌豐度分布在第一軸和第二軸累計解釋變量分別達到67.1%和95.3%。土壤細菌群落優勢菌群的相對豐度與土壤環境因子冗余分析,結果(圖5)顯示酸桿菌門(Acidobacteria)主要集中在排序軸左側,與pH呈顯著正相關關系,與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶呈負相關關系；變形菌門中的主要變形菌綱B1與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶呈正相關關系,而與pH呈負相關關系；放線菌門主要集中在排序軸右側,其與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶顯著正相關關系；綠彎菌門中的D1、D3與pH呈正相關關系,而D2、D4與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶呈負相關關系。土壤真菌群落優勢菌群的相對豐度與土壤環境因子冗余分析,結果(圖5)顯示,子囊菌門(Ascomycota)的優勢菌集中在排序軸右側,與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶呈正相關關系,而與脲酶和pH呈負相關關系,其中E2、E4菌綱還與蔗糖酶和有機碳呈正相關關系；擔子菌門(Basidiomycota)的優勢菌菌綱F1與硝態氮、銨態氮、過氧化氫酶、蔗糖酶和有機碳呈正相關關系,與脲酶和pH呈負相關關系,F2與脲酶和pH呈正相關關系,與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶呈負相關關系；接合菌門(Zygomycota)與pH、脲酶和有機碳呈正相關關系,而與硝態氮、銨態氮和過氧化氫酶呈負相關關系。

表2 四種管理方式下土壤微生物群落豐富度及多樣性

圖5 細菌和真菌群落結構和環境因子的RDA分析Fig.5 RDA analysis on bacteria and fungus with environmental factors圖中大寫字母對應的微生物種類見表3

編號 Number種類 Species編號 Number種類 Species酸桿菌門Acidobacteria變形菌門AlphaproteobacteriaA16-酸桿菌剛Acidobacteria-6B1γ-變形菌綱AlphaproteobacteriaA2ChloracidobacteriaB2β-變形菌綱BetaproteobacteriaA3Sva0725B3δ-變形菌綱DeltaproteobacteriaA4iii1-8B4γ-變形菌綱Gammaproteobacteria放線菌門 Actinobacteria綠彎菌門ChloroflexiC1放線菌綱ActinobacteriaD1厭繩菌綱AnaerolineaeC2嗜熱菌綱ThermoleophiliaD2Ellin6529C3酸微菌綱AcidimicrobiiaD3綠彎菌綱ChloroflexiC4MB-A2-108D4Gitt-GS-136子囊菌門 Ascomycota擔子菌門 BasidiomycotaE1古菌根菌綱ArchaeorhizomycetesF1傘菌綱AgaricomycetesE2座囊菌綱DothideomycetesF2銀耳綱TremellomycetesE3散囊菌綱EurotiomycetesG接合菌門 ZygomycotaE4糞殼菌綱Sordariomycetes

圖6 細菌群落多樣性指數與環境因子的相關性Fig.6 Correlations between diversity index of fungus communities and environmental factorsChao1：Chao1指數Chao1 Index；ACE：ACE 指數Abundance-based Coverage Estimator index；Shannon：Shannon 多樣性Shannon diversity；過氧化氫酶活性：Catalase activity；磷酸酶活性：Phosohatase activity；脲酶活性：Urease activity；蔗糖酶活性：Invertase 銨態氮Ammonium 硝態氮 Nitrate nitrogen；SOM：有機質Organic matter； pH值：pH value；* P<0.05,**P<0.01．四周數值表示環境因子的測量值,其中縱坐標每組數值表示所在行環境因子的測量值,橫坐標每組數值表示所在列環境因子的測量值,圖中數值表示該數值所在行和列相對應的環境因子間的相關系數

圖7 真菌群落多樣性指數與環境因子的相關性Fig.7 Correlations between diversity index of bacterial communities and environmental factors

3 討論

3.1 不同土地管理方式土壤環境因子特征

土壤酶參與降解有機碳的分解和氮磷等元素的循環,其活性可表征自然或人為活動對土壤的干擾程度[28],并且影響土壤酶活性的因素主要是輸入土壤中的有機物量,以及土壤微生物的活性和數量[20]。本研究中苜蓿和免耕樣地土壤過氧化氫酶、蔗糖酶、磷酸酶活性都較高,而翻耕和荒地較低,這是由于免耕和苜蓿樣地凋落物較多且根系密集,使土壤中供微生物吸收利用的物質源增加[17],且由于凋落物的C/N較高,促進土壤中異樣微生物的組成和活性,增強微生物代謝能力[24,28- 29]。脲酶活性與土壤氮素相關,且土壤脲酶為好氣性水解酶[30- 31],可將土壤中的有機化合物尿素分解轉化為植物能利用的有效氮[32]。本研究中脲酶活性在苜蓿和翻耕樣地顯著高于免耕和對照樣地(荒地),這是由于苜蓿樣地土壤氮素含量高[24],而翻耕樣地土壤通氣性較好[33- 34]。

3.2 土壤微生物群落多樣性及土壤環境因子的關系

4 結論

(2)不同土地管理方式導致土壤環境差異,進而影響土壤微生物的群落豐富度及多樣性,4種土地管理方式共有9個細菌門和11個真菌門,細菌豐度較大的為變形菌門、放線菌門和酸桿菌門,真菌的子囊菌門豐度最大；苜蓿和免耕樣地土壤細菌和真菌群落豐富度和多樣性都較高,翻耕樣地土壤細菌和真菌群落豐富度較高,但多樣性較低,而荒地土壤細菌和真菌群落豐富度較低,但多樣性較高。