5-甲基-2-(2′-吡啶基)苯并咪唑及甘氨酸根銅Ⅱ配合物的合成、DNA結合及抗癌活性

莫慧雯 劉雅嫻 蔡戴宏 沈 芳 樂學義

(華南農業(yè)大學材料與能源學院應用化學系，廣州 510642)

銅是人體內必需的生命元素，作為結構和催化輔助因子參與機體內許多生命過程，并且其配合物在氧化還原環(huán)境中有著可調控的配位構型，在細胞水平能得到更好的利用，因此常常作為藥物分子尤其是抗腫瘤藥物分子的基本結構單元[1-2]。芳雜環(huán)化合物具有生物分子中咪唑、嘌呤堿和嘧啶堿等基團類似的配位性質，并且具有潛在的殺菌、抗氧化、抗病毒和抗腫瘤等生物活性，尤其是當與生命元素形成配合物時通過協同作用可進一步提高其生物活性[3-4]。氨基酸為重要的生物配體，具有很好的生物兼容性和潛在的生物活性(如抗氧化、抗腫瘤等)及識別生物大分子的功能，作為配體不僅有助于提高配合物的生物活性，而且能夠改善配合物在溶液中的溶解性，提高其生物利用率，降低其毒副作用等[5-6]。

基于以上考慮，本研究設計、合成和表征了新的三元銅Ⅱ混配配合物[Cu(HPBM)(Gly)(H2O)]ClO4·0.5H2O(其中 HPBM=5-甲基-2-(2′-吡啶基)苯并咪唑，Gly=甘氨酸根)。研究了配合物與DNA的作用及其抗腫瘤活性，探討了其作用機制。

1 實驗部分

1.1 主要材料和儀器

小牛胸腺DNA(CT-DNA)購自華銳試劑有限公司，生物純；細胞毒性實驗所用試劑或試劑盒購自碧云天生物技術有限公司，生物純；其它試劑均為市售分析純；食管癌細胞(Eca-109)、人宮頸癌細胞(HeLa)和人肺癌細胞(A549)等細胞系來自于中山大學實驗動物中心。整個試驗過程使用的水均為去離子水。

所用儀器有：河南鞏義儀器有限公司DDS-11A數顯電導率儀；美國Nicolet公司ACATAR 360 FTIR型紅外光譜儀；德國ELEMENTAR公司Vario EL元素分析儀；日本Shimadzu公司Pharmacia UV-2550紫外-可見分光光度計；日本島津RF-5301熒光光譜儀；上海晶菱玻璃有限公司烏氏粘度計；瑞士Tecan公司Infinite M200 pro多功能酶標儀；北京六一儀器廠JY200C電泳儀；意大利Laboratories-Segrate BIO-RAD凝膠成像系統(tǒng)；美國Thermo公司Scientific Forma CO2細胞培養(yǎng)箱；德國LEICA公司DMI3000B正置熒光顯微鏡；美國BD Bioscience公司FACSCalibur流式細胞儀。

1.2 常用溶液的配制

Tris-HCl/NaCl緩沖溶液(pH=7.2)：0.005 mol·L-1三羥甲基氨基甲烷(Tris)+0.05 mol·L-1NaCl。0.01 mol·L-1磷酸鹽緩沖溶液(PBS,pH=7.4)：2.68 mmol·L-1KCl+0.138 mol·L-1NaCl+1.76 mmol·L-1KH2PO4+0.01014 mol·L-1Na2HPO4。0.012 mol·L-1噻唑藍(MTT)溶液：用 0.01 mol·L-1PBS配制。配好后置于4℃下避光保存，儲存時間不超過1周。CT-DNA溶液：用Tris-HCl/NaCl緩沖溶液配制。配制好后測得A260/A280比值介于1.8～1.9之間，表明溶液中基本不含蛋白質， 且濃度以 ε260=6 600 L·mol-1·cm-1確定[7]。 CTDNA溶液放置在4℃冰箱內保存，且儲存時間不超過3 d。

1.3 配合物的合成

首先，參照文獻方法[8]制備配體HPBM。

配合物合成具體過程如下：稱取HPBM(0.5 mmol，0.052 3 g)于20 mL無水甲醇中，待其完全溶解后加入1 mL 0.5 mol·L-1Cu(ClO4)2溶液，加熱攪拌得到草綠色澄清液A；然后稱取甘氨酸(0.5 mmol，0.0188 g)溶于4 mL去離子水中，再加入1 mL的0.5 mol·L-1NaOH溶液，得到B液；將B液緩慢滴加到A液中，加熱攪拌回流1 h后自然冷卻到室溫，過濾、靜置自然揮發(fā)，2周后得到墨綠色粉末態(tài)沉淀物。將過濾得到的固體粉末用甲醇重結晶，獲得的固體產物空氣干燥后密封保存。元素分析按CuC15H18N4O7.5Cl 計 算 值 (%)：C，38.07；H，3.80；N，11.84。實驗值(%)：C,37.86；H，3.86；N，11.72；IR(KBr，cm-1)：3 438(s，br)，3 311(w)，3 149(w)，1 612(s)，1 492(s)，1 398(s)，625(w)，432(w)；UV-Vis(甲 醇 為 溶 劑 )，λ/nm(ε/(L·mol-1·cm-1))：207(46 512)，348(21 262)，626(65.35)；MS(甲 醇為 溶 劑)：m/z=345.9 對 應 于[Cu(HPBM)(Gly)]+； 電導率測定(甲醇為溶劑)：Λ=104.2 S·cm2·mol-1。

1.4 配合物與DNA相互作用實驗

1.4.1 電子吸收光譜滴定實驗

在空白池和樣品池中分別加入3 mL Tris-HCl/NaCl緩沖溶液和50 μmol·L-1配合物溶液， 用紫外分光光度儀檢測在200～450 nm波長范圍內電子吸收光譜，隨后依次往空白池和樣品池中分別加入等體積的2 mmol·L-1CT-DNA溶液，使CT-DNA與配合物的濃度比值不斷增加。每次加入CT-DNA溶液并靜置5 min后，在上述同樣波長范圍內進行掃描。

1.4.2 熒光猝滅光譜測定

將等體積(2.5 mL)的 8 μmol·L-1溴化乙啶(EB)與10 μmol·L-1CT-DNA溶液混勻，放置2 h使 EB與CT-DNA充分作用。往樣品池中加入3 mL的EB-CT-DNA混合溶液，設定好相關參數值：激發(fā)波長為525 nm，掃描速度為240 nm·s-1，掃描波長范圍540～700 nm。然后，用移液槍依次往EB-CT-DNA體系中滴加1 mmol·L-1配合物溶液20 μL，使配合物濃度不斷增加。每次待其反應5 min后測定其熒光發(fā)射光譜。

1.4.3 粘度測定

粘度測定試驗參照我們以前報道的方法進行[9]。

1.4.4 分子對接

使用Gaussian viewer軟件畫出配合物的分子結構，并采用Gaussian 09軟件進行幾何構型優(yōu)化，優(yōu)化后得到的配合物分子結構文件用于分子對接。DNA結構文件來自PDB數據庫(PDB ID：6BNA)。整個分子對接過程在AutoDock4.2軟件[10]上進行，格點間隔為0.037 5 nm，格點中心坐標為：x=24.986、y=9.578、z=20.079，格點大小為 60×60×60，采用經典拉馬克遺傳算法 (Lamarckian genetic algorithm，LGA)，計算輪數為100，其他參數保持默認設置。配合物分子和DNA分子間的能量匹配用半經驗的自由能計算方法進行評價[11]。計算結果使用Autodock 1.5.6軟件進行分析并運用PyMol軟件進行可視化處理[12]。

1.5 配合物細胞毒性試驗

1.5.1 MTT實驗

試驗細胞用RMPI-1640培養(yǎng)基培養(yǎng)，復蘇后的細胞接種于50 cm3培養(yǎng)瓶中進行培養(yǎng)，收集對數生長期的細胞接種于96孔板中，細胞密度為每孔8×103～1×104個之間，將該板放置于含 5%(V/V)CO2的37℃無菌培養(yǎng)箱中，待細胞貼壁并長至85%時進行加藥處理。每種試驗藥物設置7個濃度，其濃度變化范圍為 1.57～100 μmol·L-1，每個樣重復 3 次，并使用順鉑作為陽性對照。加藥孵育48 h后，除去孔中上清液，每孔加入100 μL二甲基亞砜，緩慢振蕩10 min使藍色甲瓚溶解完全，使用多功能酶標儀測定96孔板各孔在490 nm處的吸光度值，記錄并處理分析結果。

1.5.2 AO/EB雙重熒光染色法

將1×105個細胞接種于6孔板中，培養(yǎng)24 h后除去培養(yǎng)基，然后加入新的RPMI-1640培養(yǎng)基和一定濃度的試驗藥物化合物，設置空白組和加藥組，孵育24 h后除去培養(yǎng)液，用PBS清洗2次，加入吖啶橙(AO)/溴化乙錠(EB)混合染色液(100 μg·mL-1AO，100 μg·mL-1EB)染色，置培養(yǎng)箱中避光作用 15 min后，再用PBS清洗掉細胞表面殘留的染色液，使用熒光顯微鏡觀察細胞的形態(tài)并進行拍照 (全程盡量避光)。

1.5.3 單細胞凝膠電泳試驗

將處于對數期的Eca-109細胞接種于6孔板中，每孔約35萬個細胞，置于5%(V/V)CO2培養(yǎng)箱中培養(yǎng)24 h后，再加藥物化合物并放入培養(yǎng)箱繼續(xù)培養(yǎng)24 h。將培養(yǎng)板取出并棄去培養(yǎng)液，用PBS沖洗掉殘余的培養(yǎng)基和細胞碎片，再加入胰蛋白酶進行消化，待消化完全后加入等量的無血清RPMI-1640培養(yǎng)基，以800 r·min-1轉速離心5 min后倒掉上清液，然后添加PBS至細胞懸浮液濃度約為2×105mL-1。

用PBS配制0.5%正常熔點瓊脂糖凝膠(NMA)置于56℃水浴中恒溫備用，同時用該緩沖液配制0.5%和1.0%低熔點瓊脂糖凝膠(LMA)置于38℃水浴中恒溫備用。取100 μL 0.5%正常熔點瓊脂糖凝膠鋪于載玻片上并放上蓋玻片，置于4℃冰箱中冷卻10 min作為第一層膠；去掉蓋玻片，取50 μL上述細胞懸浮液與50 μL 1.0%低熔點瓊脂糖凝膠混合均勻后立即鋪于第一層膠上，放上蓋玻片并置于冰箱中冷卻10 min；再取100 μL 0.5%低熔點瓊脂糖凝膠鋪于第二層膠上，同樣放上蓋玻片置于冰箱中冷卻10 min，至此制得三層膠板。將制得的膠板放入4℃堿性細胞裂解液中裂解2 h，緊接著用蒸餾水沖洗掉膠面上的堿性裂解液，再置于電泳槽中電泳20 min(25 V，300 mA)。電泳結束后，用冰水清洗膠板 10 min，再用 20 μL EB 溶液(20 μg·mL-1)在避光條件下作用20 min，最后用水清洗膠板后上機進行檢測。

1.5.4 線粒體膜電位變化檢測

以每孔約2×105個處于對數期生長的Eca-109細胞接種于12孔板，置于5%(V/V)CO2培養(yǎng)箱中培養(yǎng)孵育過夜，待細胞貼壁并長至80%左右加入相應藥物化合物繼續(xù)孵育。作用24 h后，吸棄舊培養(yǎng)液，用PBS清洗2次，每孔加入1 mg·mL-1熒光探針JC-1，在37℃干燥箱中避光孵育30 min。最后，用PBS清洗并立即上機檢測，全程盡量避光。

1.5.5 細胞周期檢測

將每孔約4×105個 Eca-109細胞接種于 6孔板，置于5%(V/V)CO2培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜，再加入一定濃度的藥物化合物孵育24 h。棄掉殘余培養(yǎng)液，用PBS清洗2次后加入15 μL 0.2 mg·mL-1核糖核酸酶(RNAse)和 15 μL 0.02 mg·mL-1碘化丙啶(PI)并避光放置30 min，最后使用流式細胞儀檢測處于各個期的細胞百分數。

2 結果與討論

2.1 配合物的表征

在配合物紅外光譜中，3 438 cm-1處強吸收峰歸屬于水的-OH伸縮振動；3 311和3 149 cm-1處吸收峰分別歸屬于-NH2的不對稱伸縮振動和對稱伸縮振動；1 750～1 700 cm-1范圍內沒有吸收帶，表明甘氨酸根參與了配位[13]；1 612和1 392 cm-1處吸收峰分別為-COO-的不對稱伸縮振動和對稱伸縮振動，且 Δν=νas-νs＞200 cm-1，表明甘氨酸根中-COO-為單齒配位基團；1 492 cm-1處尖銳的吸收峰可歸屬于芳雜環(huán)配體上的C=N伸縮振動；625和432 cm-1處的吸收峰可歸屬于Cu-O和Cu-N的伸縮振動[14]。

在配合物甲醇溶液紫外可見光譜中，207和348 nm處2個較強的吸收峰歸屬于配體的π→π*躍遷，并且與自由配體HPBM相關吸收峰相比，配合物吸收峰均發(fā)生了紅移 (202→207 nm，317→348 nm)，且吸收強度減弱，證實了HPBM參與配位；626 nm處弱而寬的吸收峰歸屬于中心離子Cu2+的d→d躍遷,表明配合物分子可能具有變形四方錐結構[15]，即具有5個配位原子。

配合物元素分析結果表明，實驗值與理論計算值一致。而配合物甲醇溶液質譜中存在[Cu(HPBM)(Gly)]+離子峰，進一步證實了HPBM及Gly與Cu2+配位。另外，測得配合物在甲醇溶液的摩爾電導率值為104.2 S·cm2·mol-1，表明配合物為 1∶1 型電解質[16]，高氯酸根未參與配位。結合上述配合物紫外可見光譜分析結果，可推測有一水分子參與配位。

據上述元素分析、紅外光譜、紫外可見光譜、質譜及摩爾電導率等測定結果，并參照類似配合物[Cu(pbt)(Gly)(H2O)]ClO4[17]研究結果，可合理地推測標題配合物分子式為[Cu(HPBM)(Gly)(H2O)]ClO4·0.5H2O，可能的分子結構如圖所示：

圖1 配合物可能的分子結構Fig.1 Possible molecular structure of the complex

2.2 配合物與DNA的作用

2.2.1 配合物與DNA作用的電子吸收光譜

在研究小分子化合物(配合物)與DNA的作用中，電子吸收光譜是最常用的方法之一。可以通過DNA滴定過程中配合物電子吸收光譜吸收峰的減色或增色、紅移或藍移等現象初步判斷配合物與DNA的結合模式。配合物的電子吸收光譜滴定實驗如圖2所示。

圖2 配合物在不同CT-DNA濃度下的電子吸收光譜圖Fig.2 Electronic absorption spectra of the complex upon addition of CT-DNA

結果表明，隨著CT-DNA濃度增加(圖中箭頭指向)，配合物在342 nm處具有比較弱的減色性，最后趨于穩(wěn)定，且吸收峰位置未出現明顯的移動，由此推測配合物對CT-DNA具有部分插入作用且較弱。此外，根據滴定過程中配合物光譜吸收帶強度的變化，應用下列方程式可獲得配合物與CT-DNA的結合常數Kb[18]：

式中 cDNA為 CT-DNA 的濃度，εa、εb和 εf分別表示與CT-DNA完全結合后配合物的摩爾吸光系數及自由配合物的摩爾吸光系數。以cDNA/(εf-εa)對cDNA作圖，則斜率與截距的比值為結合常數Kb。獲得標題配合物與DNA的結合常數為7.26×104L·mol-1，比沒有甲基取代的吡啶基苯并咪唑銅Ⅱ配合物[Cu(HPB)(Gly-L-val)(H2O)]ClO4的結合常數(3.21×105L·mol-1)小[19]，這可能主要歸因于HPB環(huán)上引入甲基后產生了空間位阻，不利于配合物插入到DNA堿基對之間。

2.2.2 配合物與DNA作用的熒光猝滅

EB本身沒有熒光性質，但當插入到DNA堿基對中時會產生強烈的熒光。通過將配合物溶液滴加到DNA-EB體系之后，測定體系熒光強度的變化并獲得配合物的猝滅常數，進而可分析配合物與DNA的作用模式。標題配合物對EB-CT-DNA體系熒光猝滅作用如圖3所示。可以看出，隨著配合物濃度增加(圖中箭頭指向)，EB-CT-DNA體系的熒光強度逐漸減弱，表明配合物分子進入堿基對之間將EB擠出來并取代了其位置。另外，據Stern-Volmer公式[20]可計算出標題配合物對EB-CT-DNA體系的熒光猝滅常數KSV值：

其中I0和I分別表示未加入和加入配合物時EBDNA體系的熒光強度，r為配合物與DNA濃度的比值。獲得配合物對EB-CT-DNA體系的熒光猝滅常數值為0.116 2，表明二者作用較弱，具有部分插入作用，與以上電子吸收光譜法測定結果一致。

圖3 配合物對EB-CT-DNA體系熒光光譜的影響Fig.3 Effects of the complex on fluorescence spectra of EB-CT-DNA system

2.2.3 配合物與DNA作用的粘度實驗

在缺少晶體學結構數據的情況下,粘度測定被認為是檢測配合物與DNA結合模式最有效的方法[21]。加入配合物時，若DNA溶液粘度無明顯變化，表明配合物以靜電、溝槽等非插入模式結合；若DNA溶液粘度降低，表明配合物以部分插入的模式進行了結合；若DNA溶液粘度增大，則說明配合物以經典的插入模式結合。配合物對CT-DNA溶液粘度影響如圖4所示。結果表明，隨著配合物的加入，起初CT-DNA的粘度下降，但當配合物與CT-DNA的比例增加到一定程度(0.05)后粘度基本保持不變，由此推測配合物部分以插入模式作用，而大部分以溝槽結合方式與CT-DNA作用，與上述實驗結果一致。

圖4 配合物及EB濃度的增加對CT-DNA相對粘度的影響Fig.4 Effect of increasing amounts of the complex and EB on relative viscosity of CT-DNA

2.2.4 配合物與DNA作用的分子對接

由以上實驗結果可推斷配合物可能主要以溝槽結合方式與DNA結合。為進一步驗證配合物與DNA之間相互作用的模式，我們使用DNA分子片段6BNA(PDB ID∶6BNA)進行了分子對接計算。得到的最低能量構象如圖5所示。結果表明，配合物-DNA最穩(wěn)定構象的結合能為-36.84 kJ·mol-1，配合物結合在DNA小溝處，并與鄰近的堿基形成氫鍵(配合物：N4H13…6BNA∶DT-19∶O2(0.259 7 nm)，配合物：N4H13…6BNA∶DT-7∶O2(0.192 8 nm))，結合模式與上述粘度測量等實驗方法獲得的結果一致。另外，標題配合物與DNA結合的主要驅動力為范德華力，而氫鍵也是維持配合物與DNA復合物穩(wěn)定性的重要因素。

圖5 配合物與DNA(PDB ID:6BNA)分子對接最優(yōu)構象Fig.5 Molecular docked model of the complex with DNA

2.3 配合物的體外細胞毒性

2.3.1 MTT實驗

以順鉑作為陽性對照，應用MTT法測得配合物及配體 HPBM對所選細胞株 (Eca-109、HeLa和A549)的抑制活性(IC50值)如表1所示。由表1可見，配體HPBM細胞毒性較弱，但當與銅Ⅱ形成標題配合物后，其活性顯著增強(提高10～20倍)，并與順鉑相當，表明配體與銅Ⅱ的協同作用對配合物的抗癌活性有重要影響。其中配合物對Eca-109細胞最為敏感、抑制作用最強，故以下選用Eca-109細胞對配合物的抗腫瘤作用機制進行探究。

表1 配體及配合物對細胞的IC50值Table 1 IC50values of HPBM and the complex toward selected cell lines

2.3.2 AO/EB染色法

采用AO/EB染色法觀察配合物作用后Eca-109細胞形態(tài)的變化。其中，AO能分別透過活細胞和死細胞的細胞膜，與DNA結合呈現綠色熒光，而EB僅能在細胞膜受損時嵌入DNA呈現紅色熒光。配合物對Eca-109細胞的誘導凋亡試驗如圖6所示。結果表明，與空白組實驗a的細胞形態(tài)相比較，在配合物作用實驗b中可觀察到細胞收縮、細胞質凝結等現象，表明該配合物的加入能夠誘導Eca-109細胞發(fā)生凋亡。

圖6 配合物對Eca-109細胞的凋亡誘導實驗Fig.6 Apoptosis induction experiment of Eca-109 cells by the complex

2.3.3 單細胞凝膠電泳結果分析

DNA作為生命的基礎分子，其碎片化是細胞凋亡和有絲分裂的重要標志之一[22]。藥物作用于細胞后，通過檢測DNA的變化，可間接反映藥物是否誘導細胞發(fā)生凋亡。單細胞凝膠電泳實驗是一種在單細胞水平上檢測DNA損傷的研究方法，因受損的細胞核在電場的作用下向正極移動，形成類似彗星的尾巴，故又稱彗星實驗。本文用配合物處理Eca-109細胞24 h后，測得其單細胞凝膠電泳如圖7所示。從圖中可見，對照試驗(a)中的Eca-109細胞呈球體，而當有配合物作用(b、c)時有彗星拖尾現象，表明配合物的加入使Eca-109細胞中的DNA碎片化，從而進一步證明了標題配合物能誘導細胞凋亡。并且發(fā)現，隨著配合物濃度增加(6.25→12.5 μmol·L-1)，彗星尾巴增長(b→c)，表明配合物濃度越高細胞DNA的損傷越嚴重。

圖7 配合物與Eca-109細胞作用的單細胞凝膠電泳圖Fig.7 Single cell gel electrophoresis of Eca-109 cells treated by the complex

2.3.4 線粒體膜電位檢測結果分析

圖8 配合物對Eca-109細胞線粒體膜電位影響的變化圖Fig.8 Changes in the effect of the complex on the mitochondrial membrane potential of Eca-109 cells

文獻報道，當線粒體膜電位喪失時，線粒體會通過釋放促凋亡因子如細胞色素c和凋亡誘導因子進而導致細胞凋亡[22]。通常JC-1作為熒光探針可應用于檢測線粒體膜電位變化，在線粒體膜電位較高時，JC-1聚集在線粒體的基質中而形成聚合物，將產生紅色熒光；在線粒體膜電位較低時，JC-1為單體，將產生綠色熒光。因此可通過檢測結果計算紅色和綠色熒光的比例,進一步分析線粒體膜電位的變化趨勢。配合物對Eca-109細胞線粒體膜電位的影響如圖8所示。由圖中可見，空白對照中紅色和綠色熒光的比例為4.17，陽性對照(cccp：羰基氰化物間氯苯腙)中熒光比例為2.81，而配合物濃度為6.25和12.5 μmol·L-1時熒光比例分別為 3.84 和 2.95。結果表明配合物的加入導致線粒體膜電位喪失，并且配合物濃度越大膜電位喪失越大，從而揭示了標題配合物的抗癌活性與細胞線粒體功能失調有關。

2.3.5 細胞周期結果分析

已有研究發(fā)現，經藥物作用后，將導致腫瘤細胞周期阻滯，進而DNA的合成被阻斷而產生抗腫瘤作用[23]。本文應用流式細胞儀測定了配合物與Eca-109細胞作用后細胞的周期分布情況，如圖9所示。結果表明，在 6.25 μmol·L-1配合物作用 24 h 后，Eca-109細胞S期和G2/M期分別由對照實驗時的32.83%和16.39%增加到36.87%和17.73%，表明標題配合物能將Eca-109細胞阻滯在S期和G2/M期，其中S期增加的細胞較多 (4.04%)。因此，該配合物能使Eca-109細胞周期主要阻滯在S期。

圖9 Eca-109細胞在對照實驗 (a)及在6.25 μmol·L-1配合物作用后 (b)的細胞周期分布圖Fig.9 Cell cycle distribution of Eca-109 cells in the control(a)and exposed to 6.25 μmol·L-1of the complex for 24 h(b)

3 結 論

合成、表征了新的 5-甲基-2-(2′-吡啶基)苯并咪唑的氨基酸銅Ⅱ配合物，并著重研究了配合物與DNA結合及其抗腫瘤活性。結果表明，配合物主要通過溝槽結合方式與DNA作用，對所選癌細胞具有顯著的抑制作用(IC50＜10 μmol·L-1)，其中對 Eca-109細胞活性最強。并且以Eca-109細胞為研究對象，通過AO/EB雙染法、單細胞凝膠電泳、線粒體膜電位及細胞周期測定分析，揭示了配合物通過DNA結合及線粒體途徑誘導細胞凋亡。該研究結果對設計、合成新的銅Ⅱ配合物抗癌藥物具有一定參考價值。