亞硝酸鈉對自然發酵哈爾濱風干腸微生物生長、脂肪氧化及揮發性化合物的影響

劉鵬雪，孔保華*

亞硝酸鈉（NaNO2）是肉制品中一種非常重要的添加成分，具有很好的呈色和抗氧化作用，可以賦予肉制品特有的紅色，抑制脂肪氧化，有效阻止“過熱味”的產生，使肉制品產生獨特的風味[1]。例如其對脂質氧化抑制作用可以減少醛、醇、酮和酯等物質產生，減少脂肪氧化酸敗味[2]。此外，NaNO2還具一定的抑菌作用，可以抑制肉制品中的微生物生長，特別對可以產生毒素的肉毒梭狀芽孢桿菌具有很好的抑制作用。楊君娜等[3]研究了NaNO2添加量對薩拉米香腸色澤及產品質量的影響，結果表明，NaNO2添加量越大，薩拉米的顏色越好，脂肪氧化所產生的丙二醛含量越少，對大腸桿菌生長的抑制作用越顯著（P＜0.05）。向廷建等[4]對NaNO2在中式香腸中所發揮的抑制脂肪氧化的作用進行了研究，結果表明，當NaNO2添加量為0.15 g/kg時，中式香腸的氧化程度遠小于未添加亞硝酸鹽的對照組（P＜0.05），但與NaNO2添加量為減少50%的實驗組相比產品氧化程度差異不顯著（P＞0.05）。董慶利等[5]研究了不同NaNO2添加量條件下低溫蒸煮香腸的風味，結果表明，NaNO2的添加使產品的腌肉風味得到了改善，當NaNO2添加量為0.15 g/kg時，多種風味物質的相對含量明顯增加。Hospital等[6]研究了不同亞硝酸鹽和硝酸鹽添加量對發酵風干腸中微生物以及揮發性化合物的影響，結果表明，亞硝酸鹽/硝酸鹽濃度對風干腸中乳酸菌的生長無顯著影響（P＞0.05），但可以顯著影響腸桿菌科的生長（P＜0.05），添加較低濃度的亞硝酸鹽/硝酸鹽增加了由碳水化合物發酵以及氨基酸降解得到的揮發性化合物的濃度。Berardo等[7]研究了抗壞血酸鈉和NaNO2對發酵風干香腸中蛋白質和脂質氧化的影響，結果表明，抗壞血酸鈉和NaNO2均能夠減少風干腸中丙二醛的形成，但它們的組合添加將導致產品中形成更多的羰基化合物。

盡管NaNO2在肉制品加工中非常重要，但是NaNO2參與亞硝基化合物如N-亞硝胺的形成，其對人體具有致突變、致畸和致癌作用，因此，使肉制品的消費成為具有爭議的問題。新鮮的紅肉和加工肉制品已經被指出可以增加患癌癥的風險，這可能與鮮肉中的血紅素鐵有關，血紅素鐵可以促進胃腸道中亞硝基化合物的合成，而向肉中添加NaNO2可以增強該反應[8]。因此，NaNO2在食品工業中的使用受到嚴格限制。自從發現NaNO2和N-亞硝胺之間存在一定的關聯時，對NaNO2天然替代物的研究便受到越來越多的關注。最近提出的替代方案包括使用植物提取物（如芹菜）和天然抗微生物劑（如乳酸鹽、細菌素或直接添加生物保護性乳酸菌培養物）等[6,9]。哈爾濱風干腸是一種傳統的中式自然發酵香腸，因其獨特的質地和風味以及較短的生產周期而廣受消費者喜愛[10]。

盡管有大量關于肉制品中NaNO2替代物的研究，但迄今為止還沒有發現任何一個單一的化合物可以履行其所有的功能。因此，NaNO2在肉制品加工中仍是常見的添加劑。然而，為了減少人體內NaNO2的過量積累以及亞硝胺的形成，必須控制其攝入量和殘留水平，因此有必要評估降低NaNO2的添加量對肉制品所產生的影響。本實驗研究不同添加水平的NaNO2對自然發酵哈爾濱風干腸微生物、NaNO2殘留量、顏色、脂肪氧化及揮發性化合物的影響，為進一步進行NaNO2替代物的研究提供理論基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

原料肉 哈爾濱北大荒肉業；輔料 市購；NaNO2（食品級） 哈爾濱億人食品添加劑公司；亞硝酸鹽試劑盒 南京建成生物工程研究所；營養瓊脂、結晶紫中性紅膽鹽瓊脂 北京奧博星生物技術有限責任公司；MRS（Man-Rogosa-Sharpe）培養基 廣東環凱微生物科技有限公司；鹽酸、丙酮、甲醇（均為分析純）哈爾濱盛達化驗儀器銷售公司。

1.2 儀器與設備

AL-104型精密電子天平 上海精科實業有限公司；FE20K型pH計 上海梅特勒-托利多儀器設備有限公司；722可見光分光光度計 上海精宏實驗設備有限公司；ZE-6000電子色差儀 日本電色工業株式會社；Aqua Lab水分活度測定儀 美國Decagon公司；GC-3L小型灌腸機 瑞安市鴻飛機械有限公司；6890氣相色譜儀/5973質譜儀 美國Agilent公司。

1.3 方法

1.3.1 自然發酵哈爾濱風干腸的制備

原料：精瘦肉（豬臀肉）4.5 kg、肥肉（豬背膘）0.5 kg。輔料：鹽0.125 kg、曲酒0.05 kg、綿白糖0.05 kg、姜粉0.025 kg、味素0.025 kg、淀粉0.025 kg、純凈水0.05 kg、混合調料（花椒、大料、桂皮、丁香等）0.15 kg，NaNO2根據實驗設計添加，其添加量按瘦肉計分別為0.15、0.10 g/kg和0.05 g/kg以及不添加亞硝酸鹽的對照組。

工藝要點：瘦肉剔除淋巴、筋腱、血管等結締組織并切丁后，加入鹽和用純凈水溶解的NaNO2進行腌制，肥肉切丁，將腌制好的瘦肉丁和肥肉丁混合均勻后，加入調味料混勻，進行灌制，灌制好的風干腸在（25±2）℃條件下風干24 h，相對濕度為30%～50%，然后轉移到恒溫恒濕箱中進行發酵，溫度為（25±2）℃，相對濕度為70%～75%，在發酵0、3、6、9 d和12 d測定pH值、水分活度、微生物、NaNO2殘留量、紅度值a*、亮度值L*和脂肪氧化值，在0 d和12 d測定揮發性化合物的相對含量。

1.3.2 pH值和水分活度的測定

pH值：參照GB/T 9695.5—2008《肉與肉制品pH測定》進行測定；水分活度：將剪碎的風干腸鋪滿樣品盒底部后推入水分活度儀進行測定。

1.3.3 微生物的測定

稱取10 g剪碎的風干腸，加入90 mL生理鹽水（0.85%），于4 ℃條件下放置30 min，從該樣液中制備連續10 倍的稀釋液進行菌落計數。參照Hospital等[6]的方法，使用平板計數瓊脂進行總菌落計數的測定，MRS培養基進行乳酸菌菌落計數的測定，雙層結晶紫中性紅膽鹽瓊脂進行大腸桿菌菌落計數的測定。

1.3.4 NaNO2殘留量的測定

10 g剪碎的風干腸，加入90 mL純凈水，于4 ℃條件下放置30 min，取上清液依次加入測試盒中的試劑，0.5 cm光徑比色杯，于波長550 nm處測吸光度，通過比色可間接換算NaNO2殘留量，按公式（1）計算：

式中：標準品濃度為100 μmol/L。

1.3.5 風干腸顏色的測定

通過ZE-6000色差計進行測定。儀器經零點校正和白板（L*=95.26、a*=-0.89、b*=1.18）校正后，將去除腸衣和肥肉的中心樣品混勻，鋪滿色差杯底部，置于載物臺測定風干腸的L*值和a*值，每個樣品同一方向旋轉3 次，測定3 次后輸出平均值并記錄。

1.3.6 脂肪氧化的測定

1.3.6.1 過氧化物值（peroxide value，POV）的測定

參照Vareltzis等[11]的方法并稍作修改，準確稱取2.0 g剪碎的樣品放入50 mL離心管中，加入15 mL貯藏于4 ℃的氯仿-甲醇（2∶1，V/V）溶液11 000 r/min高速均質30 s，再加入3 mL體積分數為0.5%的NaCl溶液，4 ℃、4 000×g離心5 min，樣品分為兩相，從下層液相中取出5 mL溶液轉移到潔凈試管中，加入5 mL貯藏于4 ℃的氯仿-甲醇（2∶1，V/V）溶液，渦旋混勻3 s，再加入25 μL氯化亞鐵溶液和25 μL硫氰酸銨（30%）溶液，渦旋混勻3 s，室溫靜置5 min，取上清液在波長500 nm處測吸光度，以還原鐵粉的吸光度做標準曲線，計算樣品的POV。

1.3.6.2 硫代巴比妥酸反應產物（thiobarbituric acid reactive substances，TBARS）的測定

參照Wang等[12]的方法，略作修改，準確稱取2.0 g剪碎的樣品放入試管中，加入3 mL硫代巴比妥酸溶液和17 mL三氯乙酸-鹽酸溶液，混勻后沸水浴中加熱30 min，取出后迅速冷卻至室溫，吸取5 mL反應后的上清液加入等體積的氯仿，1 000×g離心10 min，于波長532 nm處測量上清液的吸光度。TBARS以每千克脂質氧化樣品中丙二醛的質量表示，按公式（2）計算：

式中：A532nm為樣品的吸光度；Ms為樣品的質量/g。

1.3.7 揮發性化合物的測定

采用頂空固相微萃取（solid-phase microextraction，SPME）對自然發酵風干腸中的揮發性化合物進行提取，利用氣相色譜-質譜（gas chromatography-mass spectrometry，GC-MS）聯用儀進行風味成分分析。在分析取樣之前，萃取頭在GC進樣口進行老化處理，老化溫度為280 ℃，時間為60 min。取5 g剪碎的風干腸裝入20 mL樣品瓶中，放在取樣臺上于60 ℃條件下平衡20 min后，將萃取頭插入到樣品瓶中，推出纖維頭，吸附40 min。

利用GC-MS進行揮發性化合物的分析檢測，參照宋永等[13]的方法，將樣品瓶中已經吸附好的纖維頭抽回，并將萃取頭從樣品瓶中拔出，進而插入GC儀并推出纖維頭，260 ℃解吸5 min。GC條件：HP-1毛細管柱（30 m×250 μm，1.0 μm）；分流進樣，分流比為10∶1；載氣為高純氦氣，流速1.0 mL/min；接口溫度280 ℃；兩段式程序升溫：起始溫度38 ℃，保持2 min，然后以3 ℃/min升溫至100 ℃；再以10 ℃/min升溫至240 ℃，并保持2 min。使用質量選擇性檢測器得到MS圖。MS條件：電子電離源；電子能量70 eV；傳輸線溫度250 ℃；離子源溫度200 ℃；激活電壓350 V；質量掃描范圍m/z 30～450。

1.4 數據處理

共進行3 批實驗，每個實驗進行3 次重復，結果表示為 ±s。數據統計分析采用Statistix 8.1（分析軟件，StPaul，MN）軟件包中Linear Models程序進行，差異顯著性（P＜0.05）分析使用Tukey HSD程序，采用Sigmaplot 12.5軟件作圖。

2 結果與分析

2.1 pH值和水分活度測定結果

表1 風干腸發酵過程中pH值和水分活度的變化Table 1 Changes in pH and water activity in air-dried sausages during fermentation

如表1所示，4 組風干腸的pH值均從6.23左右顯著降低到5.53左右（P＜0.05），0～3 d下降速率較快，3～12 d下降速率減慢，這可能是由于在發酵初期一些優勢乳酸菌的代謝產物乳酸促進了風干腸pH值的下降，而在后期由于微生物的代謝產生了一些堿性物質，如氨和三甲胺等，阻礙了風干腸pH值的降低[14]。對于水分活度而言，4 組風干腸的水分活度均從0.94左右顯著降低到0.80左右（P＜0.05），且下降趨勢相似（P＞0.05），0～3 d下降速率較慢，3～12 d下降速率較快，這可能與pH值的變化有關，風干腸pH值的降低會使肌肉蛋白發生變性，促進蛋白質的凝膠化，從而使蛋白的持水性降低[15]。在本實驗范圍內，添加不同水平亞硝酸鹽的風干腸的pH值和水分活度在風干發酵期間均無顯著性差異（P＞0.05），說明NaNO2的添加對風干腸的pH值和水分活度無顯著性影響（P＞0.05）。其他研究者也報道了類似的結果。Maha等[16]研究了亞硝酸鹽和檸檬酸對牛肉香腸化學成分及pH值的影響，結果表明，添加NaNO2的牛肉香腸的pH值與未添加NaNO2的牛肉香腸相比無顯著性差異（P＞0.05）。Hospital等[6]也研究發現，不同NaNO2濃度的風干腸在風干發酵期間pH值和水分活度均無顯著性差異（P＞0.05）。

2.2 微生物分析

圖1 風干腸發酵過程中典型的微生物菌落總數的變化Fig. 1 Changes in total bacterial count in sausages during fermentation

如圖1所示，NaNO2添加量對風干腸中總菌落數和乳酸菌菌落數無顯著影響（P＞0.05），各組風干腸的總菌落數均在0～3 d內迅速增加并在3～6 d內保持穩定，6～12 d呈逐漸下降趨勢，乳酸菌菌落數均在0～6 d內呈持續上升趨勢并在第6天時達到最大值，隨后呈下降趨勢，這可能與風干腸中水分活度變化有關，王俊等[17]指出，當水分活度低于0.90時，大部分腐敗菌便不能生長。但NaNO2添加量對大腸桿菌菌落數有顯著影響（P＜0.05），主要體現在發酵初期（0～3 d），當NaNO2添加量為0.05 g/kg時，雖然在整個風干發酵期間其大腸桿菌菌落數均低于對照組，但在0～3 d內仍有所增加，說明當NaNO2添加量為0.05 g/kg時，大腸桿菌仍能生長，而當NaNO2添加量大于0.05 g/kg時，風干腸中的大腸桿菌菌落數在0～12 d內均呈現下降的趨勢，且添加量越大，對大腸桿菌生長的抑制作用越顯著（P＜0.05）。Hospital等[6]研究發現，亞硝酸鹽的濃度不影響風干腸中乳酸菌的生長，但當亞硝酸鹽添加量較低時，腸桿菌科在風干腸的發酵期間數量增加，這與本研究結果一致。

2.3 NaNO2殘留量分析

圖2 風干腸發酵過程中NaNO2殘留量的變化Fig. 2 Changes in residual sodium nitrite in sausages during fermentation

添加到肉制品中的亞硝酸鹽一部分通過螯合氧被氧化成硝酸鹽，一部分與肌紅蛋白結合形成熱穩定的亞硝基肌紅蛋白，其他的部分還可以與肉中的蛋白質和脂肪或其他物質結合[18]。如圖2所示，添加了NaNO2的3 組風干腸在0～3 d內NaNO2殘留量均超出了國家標準所限定的最大殘留量30 mg/kg，且NaNO2殘留量在0～6 d下降速率較快，6～12 d下降速率較慢，Fernández-López等[19]研究西班牙發酵風干腸中的NaNO2殘留量的變化，其研究結果與本研究一致。此外，發酵結束后，3 組添加NaNO2的風干腸之間的NaNO2殘留量差異不顯著（P＞0.05），不受NaNO2添加量的影響，Hospital等[6]指出，發酵肉制品中亞硝酸鹽的殘留量與添加量沒有明顯的相關性。但有學者研究表明風干腸中亞硝胺的生成量與NaNO2添加量呈正相關[20]。從圖2還可以看出，對照組風干腸中NaNO2殘留量在0～3 d內呈上升趨勢，隨后呈逐漸下降趨勢，含量的增加可能是由于水分含量降低所導致。與對照組相比，3 組添加NaNO2的風干腸在第12天時其NaNO2殘留量約為對照組樣品的2～3 倍。較高的NaNO2殘留量易導致產品中形成更多的N-亞硝胺，特別是將其加熱時[6]。

2.4 顏色變化結果

表2 風干腸發酵過程中a*值和L*值的變化Table 2 Changes in a* values and L* values of sausages during fermentation

肉制品在腌制的過程中，由于肌紅蛋白發生氧化，形成的高鐵肌紅蛋白導致肉色變成暗紅色，影響其感官品質，也影響人們的食欲，NaNO2的添加可以使肉制品中產生具有誘人的鮮紅色的亞硝基肌紅蛋白[21]。如表2所示，與對照組相比，NaNO2的添加顯著提高了風干腸的a*值（P＜0.05），且NaNO2添加量越大，a*值越高，但當NaNO2添加量超過0.10 g/kg時，a*值增加不顯著（P＞0.05）。此外，經NaNO2腌制的風干腸在整個風干發酵期間a*值保持穩定（P＞0.05），與NaNO2添加量不相關。Riel等[22]研究發現，添加了NaNO2的煙熏型香腸在貯藏的1～28 d內，a*值無顯著性變化（P＞0.05）。Terns等[23]對乳化腸貯藏期間的品質變化進行研究，結果表明添加了NaNO2的產品在0～84 d內a*值差異不顯著（P＞0.05）。這表明添加NaNO2的產品紅度值比較穩定。從表2還可以看出，只有第0天時，當NaNO2添加量超過0.10 g/kg，可顯著降低風干腸的L*值（P＜0.05），且隨著添加量的增加，差異不顯著（P＞0.05）。這可能是由于高含量NaNO2的添加使風干腸在混料和灌制的過程中立即形成更多灰色和棕色的肌紅蛋白，從而使產品的L*值降低[24]。第3～12天時，4 組風干腸的L*值均保持穩定且差異不顯著（P＞0.05）。

如表3所示，添加了NaNO2的3 組風干腸的a*值顯著高于對照組（P＜0.05），且與表2相比，對照組風干腸的a*值在熟制后降低，這是因為NaNO2的添加使風干腸中產生了亞硝基肌紅蛋白，在加熱時，蛋白質部分變性，形成亞硝基血色原，為穩定的紅色，這種物質甚至可以在加熱至120 ℃的肉制品中保持性狀穩定，從而使肉制品保持顏色的穩定[18]。此外，當NaNO2添加量超過0.10 g/kg時，可顯著降低風干腸熟制初期（0 d）的L*值（P＜0.05），熟制后期（6～12 d）4 組風干腸的L*值無顯著性差異（P＞0.05）。且4 組風干腸均在第0天呈現最高的L*值，第3天顯著降低（P＜0.05）并在之后的發酵過程中保持穩定（P＞0.05），這與表2研究結果一致。

表3 風干腸發酵不同時間熟制后a*值和L*值的變化Table 3 Changes in a* values and L* values in cooked dry sausages with different fermentation times

2.5 脂肪氧化分析

脂肪適度氧化時可以產生一些相應的醛、醇、酮和酯等，使肉制品呈現出典型的動物油脂味及香甜的果香味等，但過度氧化會導致肉制品產生酸敗現象，并使得產品的質地、顏色和營養價值發生惡化，對人體健康有一定的危害[2]。本實驗通過在發酵過程中測定風干腸的POV和TBARS值評估NaNO2對脂肪氧化的影響。

POV作為檢測脂肪初級氧化程度的重要指標，其指示的是過氧化物的產生。如圖3A所示，4 組風干腸的初始POV均為0.115 mmol/kg左右，0～3 d急劇增長并在第3天達到最高值，隨后逐漸降低，這表明此時過氧化物的形成速率比其分解速率慢，而發酵初期POV的增加可能是因為在原料肉的切碎以及混勻的過程中，脂肪暴露于空氣中而使氧化更易發生[25]。從圖3A還可以看出，添加NaNO2的風干腸，其POV顯著低于對照組（P＜0.05），且添加量越大，POV越小（P＜0.05），這說明NaNO2的添加可以有效地抑制風干腸中過氧化物的生成。

TBARS值是檢測脂肪氧化次級產物的重要指標，也是影響產品風味的重要指標，如果過高則會使食品產生哈喇味[26]。如圖3B所示，隨著風干發酵的進行，各組風干腸的TBARS值均呈逐漸上升的趨勢。發酵初期，TBARS值增加速率相對緩慢，這可能是因為發酵初期主要是脂肪氧化初級產物的大量積累階段，且分解速率較慢，所以次級氧化產物積累還比較少，發酵后期，TBARS值增加速率較快，說明此階段脂肪氧化的初級產物生成速率減慢而分解速率加快，脂肪氧化的程度加大，次級產物含量增多。

從圖3B還可以看出，與對照組相比，添加了NaNO2的3 組風干腸在0～12 d內TBARS值均處于較低的狀態，且NaNO2添加量越大，TBARS值越低（P＜0.05）。較低的TBARS值說明NaNO2具有良好的抑制脂肪次級氧化的作用。亞硝酸鹽在肉制品中可以通過幾種不同的方式來抑制脂肪的氧化：通過與血紅素蛋白中心的鐵配位而形成穩定的復合物，從而防止氫過氧化物被血紅素蛋白催化分解；與肉中的一些成分反應，形成具有抗氧化活性的亞硝基和亞硝酰化合物；除此之外還可以通過與碳-碳雙鍵反應來穩定脂質部分[7]。

圖3 風干腸發酵過程中脂肪氧化的變化Fig. 3 Changes in lipid oxidation in sausages during fermentation

2.6 揮發性風味化合物分析

在風干腸發酵的第0天和第12天，利用SPME-GC-MS提取并鑒定出63 種揮發性化合物。將這些化合物分為8 類，如表4所示，包括12 種醛、11 種醇、4 種酮、6 種酸、6 種酯、5 種烷烴、16 種烯烴以及3 種其他物質，這些化合物主要來源于碳水化合物代謝，蛋白質水解，脂肪水解和氧化以及香辛料。

碳水化合物發酵和氨基酸降解是肉制品發酵過程中產生風味的重要途徑[27]。如表4所示，2,3-丁二醇、3-羥基-2-丁酮、乙酸和丙酸是由乳酸菌代謝風干腸中的碳水化合物產生[28]。細菌發酵可以促進風干腸中肌肉蛋白質降解成游離氨基酸，氨基酸通過微生物轉氨酶轉化為α-酮酸，進而代謝成相應的醛。此外，醛可以通過醇脫氫酶和醛脫氫酶轉化成相應的醇和羧酸[29]。風干腸中的2-甲基丙醛、2-甲基丁醛、3-甲基丁醛、苯甲醛和苯乙醛以及它們相應的醇和酸，分別源自纈氨酸、異亮氨酸、亮氨酸和苯丙氨酸的降解。如表4所示，NaNO2的添加顯著降低了風干腸中2-辛烯醛、2-甲基丁醛、2-辛烯醇、3-甲基-1-丁醇及它們所對應的酸的含量（P＜0.05），但與NaNO2的添加量不相關（P＞0.05）。

脂肪氧化也是風干腸發酵過程中產生揮發性化合物并改善風味的重要途徑之一。在63 種揮發性化合物中，線性醛、酮及其相應的醇、酸和酯以及烷烴是由脂肪的自動氧化產生[30]。己醛、庚醛和壬醛可能分別是亞油酸、n-6和n-9多不飽和脂肪酸氧化的產物[4]。己烷和庚烷通常由脂肪自動氧化產生的過氧化物經分子重新排列而產生[31]。當這些化合物達到一定濃度時，即可產生風干腸特有的發酵香味。如表4所示，在第0天時揮發性化合物只檢測出了壬醛，隨著發酵時間的延長，脂肪氧化促進了醛類和酮類物質的大量生成，第12天時，與對照組相比，NaNO2的添加顯著降低了風干腸中己醛的相對含量（P＜0.05），但與NaNO2的添加量不相關（P＞0.05）。己醛是肉中脂肪酸自動氧化最重要的產物，易產生具有刺激性的腐敗和辛辣的味道[32]。此外，NaNO2添加量顯著影響風干腸中辛醛和壬醛的相對含量，這2 種物質只有在NaNO2添加量大的風干腸中有所減少。同時，與對照組相比，NaNO2的添加還顯著降低了作為脂肪酸氧化最終產物的酮類物質的相對含量（P＜0.05），NaNO2添加量越大，酮類物質相對含量越小（P＜0.05）。醛類和酮類揮發性化合物相對含量的減少可以歸因于NaNO2抗脂肪氧化的作用，這與POV和TBARS值的測定結果相符。

4 組風干腸中，共檢測出22 種源于香辛料的揮發性化合物，包括3 種醇、16 種烯烴和3 種其他物質，從表4可以看出，此類物質不受發酵時間以及NaNO2添加量的影響（P＞0.05）。

表4 風干腸揮發性風味化合物相對含量的變化Table 4 Changes in relative contents of volatile flavor compounds in sausages

續表4

3 結 論

本實驗研究不同NaNO2添加量對自然發酵哈爾濱風干腸理化特性及揮發性化合物的影響。結果表明NaNO2添加量不影響風干腸的pH值、水分活度和發酵后期（6～12 d）的L*值，但在發酵初期（0～3 d），當NaNO2添加量達到0.10 g/kg時，可顯著降低風干腸的L*值，且當NaNO2添加量達到0.10 g/kg時，便可以有效抑制脂肪氧化，提高風干腸的a*值。此外在發酵后期NaNO2添加量與殘留量之間相關性不顯著，后期可進一步研究NaNO2殘留量在亞硝胺形成中的作用。微生物分析結果表明，NaNO2添加量不影響風干腸中細菌總菌和乳酸菌的生長，但只有當NaNO2添加量達到0.10 g/kg時，才可顯著降低大腸桿菌菌群的繁殖。與此同時，添加NaNO2還能夠抑制由脂肪氧化得到的氧化產物的產生，且與低NaNO2添加量風干腸相比，當NaNO2添加量達到0.10 g/kg時，可以抑制更多脂肪氧化產物的形成，但NaNO2的添加對一般的風味化合物產生無不良影響且與NaNO2添加量不相關。綜上所述，可以將風干腸中NaNO2的添加量減少為0.10 g/kg。