高鈣離子誘導人腎小管上皮細胞表達MCP-1和HMGB1*

王　揚，　黎承楊△，　孫　春，　鄧耀良，　曾國華，　王　翔，　陶芝偉，　關曉峰

(1廣西醫科大學第一附屬醫院泌尿外科，廣西 南寧 530021； 2廣州醫科大學第一附屬醫院泌尿外科，廣東 廣州 510120)

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高鈣離子誘導人腎小管上皮細胞表達MCP-1和HMGB1*

王揚1，黎承楊1△，孫春1，鄧耀良1，曾國華2，王翔1，陶芝偉1，關曉峰1

(1廣西醫科大學第一附屬醫院泌尿外科，廣西 南寧 530021；2廣州醫科大學第一附屬醫院泌尿外科，廣東 廣州 510120)

目的： 觀察體外培養的人腎小管上皮細胞在高鈣離子環境下細胞損傷及炎性因子MCP-1和HMGB1的表達。方法: 體外培養人腎小管上皮細胞(HK-2細胞)，使用CaCl2配制成不同鈣離子濃度的溶液作為刺激劑，實驗分為正常對照組(正常培養液)、 Ca I組(5 mmol/L Ca2+液)、 Ca II組(10 mmol/L Ca2+液)和 Ca III組(15 mmol/L Ca2+液)。各組細胞分別培養至3 h、6 h、9 h時，采用MTT法檢測細胞活力。培養6 h時，采用4′,6-二脒基-2-苯基吲哚(DAPI)進行細胞凋亡染色，觀察各組細胞凋亡情況；同時收集細胞培養上清液，采用ELISA法分別檢測各組細胞上清液過氧化氫(H2O2)和8-異前列烷(8-IP)濃度，微量酶標儀法檢測各組細胞上清液乳酸脫氫酶(LDH)活性。此外，培養6 h時收集各組細胞，采用real-time PCR法檢測細胞MCP-1和HMGB1的mRNA表達情況；并收集各組細胞上清液，采用ELISA法檢測其MCP-1和HMGB1的含量。結果: 隨著細胞培養液中鈣離子濃度的增加，細胞活力抑制率和細胞凋亡明顯增加。LDH活性、細胞上清液H2O2的濃度和8-IP的含量在Ca I 組、Ca II組和Ca III組均較正常對照組高(P<0.05)。real-time PCR的結果顯示，與對照組比較，3個鈣離子誘導組細胞MCP-1和HMGB1 的mRNA表達水平升高，差異有統計學顯著性(P<0.05)。此外，3個鈣離子誘導組細胞上清液MCP-1和HMGB1含量均較正常組高(P<0.05)。結論: 本研究結果提示，高鈣離子可誘導人腎小管上皮細胞出現氧化應激損傷，同時細胞高表達MCP-1和HMGB1。由MCP-1和HMGB1引發的炎癥反應可能是高鈣尿參與結石形成的重要機制。

高鈣尿； 人腎小管上皮細胞； MCP-1； HMGB1

腎結石是一種嚴重影響人類健康的常見病和多發病，目前發病機制仍未明確，有多種學說試圖從不同角度闡明結石的形成，但都存在不足。炎癥學說是近年來被學者重視的一種學說，已經有大量的研究結果[1-5]提示草酸鈣腎結石的形成是一個炎癥過程，尿液中的多種成分(如高鈣尿、草酸和草酸鈣晶體)均可單獨或一同引起上皮損傷導致炎癥的發生，這在草酸鈣結石形成中可能起重要的作用。我們前期的臨床研究[5]已經發現，在含鈣腎結石患者尿液中，炎性細胞因子單核細胞趨化蛋白-1(monocyte chemoattractant protein-1，MCP)和高遷移率族蛋白B1(high mobility group protein B1，HMGB1)生成增多，但未發現尿鈣水平對這2個因子的生成有明顯的影響，考慮這可能是由于體內存在多種因素相互干擾的結果。由于MCP-1和HMGB1作為重要炎性因子可能是結石形成過程炎癥反應的關鍵環節[5]，而目前在結石領域尚缺乏相關的研究，因此，本實驗觀察體外培養的人腎小管上皮細胞在不同高鈣濃度環境下炎性因子MCP-1和HMGB1表達及對細胞損傷的影響。

材　料　和　方　法

1主要材料

人腎小管上皮細胞HK-2(中國典型培養物保藏中心)；4′,6-二脒基-2-苯基吲哚(4′,6-diamidino-2-phenyl indole，DAPI)細胞凋亡染色試劑盒(貝博生物公司)；乳酸脫氫酶(lactate dehydrogenase，LDH)試劑盒和過氧化氫(H2O2)試劑盒(南京建成生物公司)；8-異前列烷(8-isoprostane, 8-IP)試劑盒(Oxford Biomedical Research)；逆轉錄試劑盒和real-time PCR 相關試劑，人MCP-1、HMGB1和GAPDH引物設計合成(TaKaRa)；MCP-1和HMGB1 ELISA試劑盒(武漢優爾生公司)。

2正常培養液、高鈣離子培養液的配制

正常培養液為Gibco DMEM/F12+10% 胎牛血清+1%雙抗。取6.66 g二水氯化鈣(CaCl2·2H2O)配制成含0.3 mol/L Ca2+的母液，經過高壓滅菌冷卻后用DMEM/F12稀釋成含5 mmol/L Ca2+、10 mmol/L Ca2+和15 mmol/L Ca2+的3種高鈣離子培養液。

3實驗分組

使用CaCl2配制成不同鈣離子濃度溶液作為刺激劑，將體外培養的人腎小管上皮細胞(HK-2細胞)分為4組：正常對照組(正常培養液)、Ca I 組(5 mmol/L Ca2+液)、Ca II組(10 mmol/L Ca2+液)和Ca III組(15 mmol/L Ca2+液)。各組細胞分別培養至3 h、6 h、9 h時，采用MTT法檢測細胞活力。培養6 h時，采用DAPI進行細胞凋亡染色，觀察各組細胞凋亡情況；同時收集細胞培養上清液，采用ELISA法分別檢測各組細胞上清液H2O2和8-IP濃度，微量酶標儀法檢測各組細胞上清液LDH活性。此外，培養6 h時收集各組細胞，采用real-time PCR法檢測細胞MCP-1和HMGB1 的mRNA表達情況；并收集各組細胞上清液，采用ELISA法檢測其MCP-1和HMGB1的蛋白含量。

4主要方法

4.1MTT實驗檢測各組細胞活力的抑制率取生長良好的第 5代 HK-2細胞，以 2×107/L的密度接種于 96 孔板，細胞融合后，更換為不含胎牛血清的正常對照組、Ca I 組、Ca II組和Ca III組。每組設 10 個孔，3 h、6 h、9 h后，每孔加入 20 μL 的 MTT 溶液，37 ℃孵育 4 h 后，棄上清液，每孔加入 200 μL DMSO。用酶聯免疫檢測儀于 490 nm 波長下，測定吸光度(absorbance，A)值。根據公式：細胞活力抑制率= 1-(實驗孔A值-空白孔A值)/(對照孔A值-空白孔A值)計算抑制率。以濃度為橫軸，以抑制率為縱軸繪制細胞活力抑制曲線。

4.2DAPI細胞凋亡染色取生長良好的第 5代 HK-2細胞，以 1×108/L 的密度接種于 24 孔板，細胞融合后，更換為不含胎牛血清的正常對照組、Ca I、Ca II和Ca III組。6 h后加入DAPI孵育15 min,洗凈后馬上在熒光顯微鏡下觀察。DAPI能與雙鏈DNA結合，凋亡細胞表現核濃縮，染色加深或染色質呈新月型聚集于核膜一邊甚至核碎裂成大小不等的凋亡小體。

4.3微量酶標法測細胞上清LDH活性取生長良好的第 5代 HK-2細胞，以 3×108/L 的密度接種于6孔板，待細胞融合后，加入含不同濃度鈣離子的培養液。6 h后收集細胞培養上清液，3 500 r/min離心10 min后-80 ℃保存。按試劑盒說明操作測得A值并計算LDH的活性。

4.4ELISA法檢測各組細胞培養上清液H2O2的濃度取生長良好的第 5代 HK-2細胞，以 3×108/L 的密度接種于6孔板，待細胞融合后，加入含不同濃度鈣離子的培養液。6 h后收集細胞培養上清液，3 500 r/min離心10 min后-80 ℃保存。按試劑盒說明操作測得A值并計算H2O2的濃度。

4.5ELISA法檢測各組細胞培養上清液8-IP的含量取生長良好的第 5代 HK-2細胞，以 3×108/L 的密度接種于6孔板，待細胞融合后，加入含不同濃度鈣離子的培養液。6h后收集細胞培養上清液，3 500 r/min離心10 min后-80 ℃保存。按試劑盒說明操作測得A值并計算8-IP的含量。

4.6Real-time PCR檢測各組細胞MCP-1和HMGB1的mRNA表達水平單層培養細胞直接在6孔培養板中加入TRIzol裂解細胞，按總RNA提取試劑盒操作說明步驟提取總RNA，紫外分光光度儀測定RNA的濃度。去基因組反應：總RNA<1.0 μg，5× gDNA Eraser buffer 2.0 μL，gDNA Eraser 1.0 μL，42 ℃ 2 min。逆轉錄cDNA合成采用20 μL體系(含去基因組反應產物，PrimeScript RT Enzyme Mix I 1.0 μL，RT Primer Mix 4.0 μL，5×PrimeScript buffer 2 4.0 μL，RNase-free dH2O 1.0 μL)37 ℃ 15 min，85 ℃ 5 s。SYBR Green染料法進行定量檢測。按試劑盒說明配制反應體系，95 ℃ 30 s；95 ℃ 5 s，60 ℃34 s， 共40個循環。按以上體系以及條件分別測定待測樣本目的基因及內參照的Ct值，采用2-ΔΔCt法計算各樣本基因表達的差異。引物由TaKaRa公司使用Primer 5軟件進行設計合成。 MCP-1的上游引物為5’-AGCAGCAAGTGTCCCAAAGA-3’，下游引物為5’-GGTGGTCCATGGAATCCTGA-3’，產物大小為103 bp；HMGB1的上游引物為5’-GATCCCAATGCACCCAAGAG-3’，下游引物為5’-TCGCAACATCACCAATGGAC-3’，產物大小為109 bp； GAPDH的上游引物為5’-GCACCGTCAAGGCTGAGAAC-3’，下游引物為5’-TGGTGAAGACGCCAGTGGA-3’，產物大小為138 bp。Real-time PCR產物最終經2%瓊脂糖凝膠電泳鑒定。

4.7ELISA法檢測各組細胞培養上清液MCP-1和HMGB1的蛋白含量取生長良好的第 5代 HK-2細胞，以 3×108/L 的密度接種于6孔板，待細胞融合后，加入含不同濃度鈣離子的培養液。6 h后收集細胞培養上清液，3 500 r/min離心10 min后-80 ℃保存。按試劑盒說明操作測得A值。以不同濃度標準品為橫坐標，A值作為縱坐標，繪制標準曲線，求得擬合方程，根據待測樣本A值求出其濃度。

5統計學處理

實驗數據均采用均數±標準差(mean±SD)表示，數據分析采用SPSS 16.0軟件處理。當數據呈正態分布，兩組間比較采用t檢驗，多組間比較采用單因素方差分析(one-way ANOVA)，各組均數間兩兩比較采用LSD檢驗；相關性分析采用Spearman秩相關分析。以P<0.05為差異有統計學意義。

結　　果

1細胞活力抑制率的變化

細胞活力的抑制率隨著鈣離子濃度的增加而增加。除Ca I組(3 h)外，其余各濃度鈣離子刺激組與對照組相比較，差異均有統計學顯著性(P<0.05)，見圖1。

Figure 1.The cell growth curve measured by MTT assay. Mean±SD.n=3.

圖1MTT法計算的各組在不同時點的抑制率

2細胞凋亡情況

光學顯微鏡下觀察，HK-2細胞呈典型螺旋狀貼壁生長，隨著培養液鈣濃度的增加，各組細胞在形態上未見明顯變化。經過 DAPI染色，熒光顯微鏡下觀察，隨著培養液鈣離子濃度的增加，各組凋亡細胞增多，見圖2。

3各組細胞上清液LDH的活性

對照組、Ca I 組、Ca II組和Ca III組各組細胞上清液的LDH活性隨鈣離子濃度增加而逐漸增加，分別為(16.67±4.43) U/L、(54.79±2.26) U/L、(74.47±6.02) U/L和(87.77±3.76) U/L，見圖3。

4各組細胞上清液H2O2濃度

對照組、Ca I 組、Ca II組和Ca III組各組細胞上清液H2O2濃度隨鈣離子濃度增加而逐增漸加，分別為(17.30±0.28) mmol/L、(19.10±0.33) mmol/L、(21.56±0.28) mmol/L和(24.30±0.16) mmol/L，見圖4。

Figure 2.DAPI staining for the cells in culture.

圖2DAPI染色檢測各組細胞凋亡情況

Figure 3.LDH activity in the media of cell culture. Mean±SD.n=3.*P<0.05vscontrol.

圖3各組細胞上清液LDH的活性

Figure 4.Hydrogen peroxide concentration in the media of cell culture. Mean±SD.n=3.*P<0.05vscontrol.

圖4各組細胞上清液H2O2濃度

5各組細胞上清液8-IP濃度

對照組、Ca I 組、Ca II組和Ca III組各組細胞上清液8-IP濃度隨鈣離子濃度增加而逐漸增加，分別為(21.55±4.31) μg/L、(61.12±4.55) μg/L、(78.48±2.57) μg/L和(94.74±3.34) μg/L，見圖5。

Figure 5.8-isoprostane (8-IP) concentration in the media of cell culture. Mean±SD.n=3.*P<0.05vscontrol.

圖5各組細胞上清液8-IP濃度

6各組細胞MCP-1和HMGB1的mRNA表達量

MCP-1、HMGB1和GAPDH的real-time PCR擴增曲線3期(基線期、指數擴增期和平臺期)明顯，說明基因擴增完整；而熔解曲線的主峰只有1個，無明顯雜峰，說明real-time PCR定量精確，無非特異性擴增產物。此外，各基因的real-time PCR產物經瓊脂糖凝膠電泳，出現的片段大小與理論片段大小相符，證明產物具有特異性。MCP-1和HMGB1的mRNA在Ca I 組、Ca II組和Ca III組中的表達水平均高于對照組(P<0.05)，兩個基因的表達水平在Ca II組中達到高峰，見圖6。

7各組細胞上清液MCP-1和HMGB1的蛋白含量

對照組、Ca I 組、Ca II組和Ca III組各組細胞上清液MCP-1蛋白濃度分別為(13.48±1.60) ng/L、(22.93±2.86) ng/L、(40.57±1.63) ng/L和(30.39±1.61) ng/L(P<0.05)，見圖7。對照組、Ca I 組、Ca II組和Ca III組各組細胞上清液HMGB1蛋白濃度分別為(138.17±5.99) ng/L、(181.82±4.54) ng/L、(346.81±20.26) ng/L和(223.15±16.00) ng/L(P<0.05)，見圖8。

Figure 6.Electrophoresis in 2% agarose gels of real-time PCR products and relative mRNA (2-ΔΔCt) expression of MCP-1 and HMGB1. Mean±SD.n=3.*P<0.05vscontrol.

圖6各組MCP-1和HMGB1的mRNA表達情況

Figure 7.The concentrations of MCP-1 protein in the media. Mean±SD.n=3.*P<0.05vscontrol.

圖7各組細胞上清液MCP-1含量的變化

Figure 8.The concentrations of HMGB1 protein in the media. Mean±SD.n=3.*P<0.05vscontrol.

圖8各組細胞上清液HMGB1含量的變化

8相關性分析

采用Spearman秩相關進行相關性分析，結果發現3個鈣離子誘導組中MCP-1水平和HMGB1水平呈正相關，相關系數r=0.876(P<0.05)。

討　　論

腎結石在形成過程中，腎小管上皮細胞是暴露在高濃度的鈣離子、草酸、草酸鈣和/或磷酸鈣晶體中的。體外研究已經發現[6]，在高濃度鈣離子作用下，腎小管上皮細胞出現損傷，并呈時間和濃度依賴性。高濃度鈣離子損傷上皮細胞的機制與草酸鈣晶體一致，與活性氧的大量形成有關[6]。本研究結果也證實，HK-2細胞在高鈣離子環境下細胞凋亡增多，細胞上清液LDH活性、過氧化氫濃度和8-IP含量增加，提示細胞出現氧化應激損傷。研究發現[1]，高濃度的鈣離子、草酸、草酸鈣和/或磷酸鈣晶體刺激腎小管上皮細胞活性氧大量增加，激活細胞內多個分子信號通路，包括轉錄因子激活蛋白-1和核轉錄因子κB(NF-κB)，細胞大量表達炎性因子(如MCP-1、IL-6、TGF-β、IL-1β、TNF-α等)。炎性因子可導致腎間質炎癥和纖維化，同時吸引炎性細胞(如單核巨噬細胞)進入腎間質內吞噬晶體，后者又可釋放活性氧和炎性因子，進一步擴大炎癥反應[1-4]。上皮細胞損傷后繼發出現的炎癥反應被認為是參與結石形成的重要過程，是當前結石基礎研究的關注點之一[1]。

體外研究發現草酸、草酸鈣、磷酸鈣、尿酸晶體均可促使腎小管上皮細胞表達MCP-1[2, 7-8]。對腎結石患者進行活檢研究[9]發現，腎結石患者較健康對照組有更顯著的腎小管損傷，在結石相鄰的腎組織有MCP-1、IL-6 的mRNA表達，同時局部浸潤的白細胞數與腎內MCP-1和IL-6的mRNA表達水平相關。因此，MCP-1與結石形成可能有密切的關聯性。臨床研究[10]發現高鈣尿患者尿液MCP-1增多。我們近期的臨床研究[5]也發現,與健康者比較,含鈣腎結石患者尿液中MCP-1的水平明顯增多，但根據患者尿鈣水平進行分組比較，發現高鈣尿對尿液MCP-1的生成無明顯的影響。考慮到高濃度鈣離子損傷上皮細胞的機制與草酸鈣晶體一致，但兩者沒有協同作用[6]，在體內由于兩者的作用都可能存在，無法確定高鈣尿的作用。因此，我們建立體外細胞培養體系，觀察單一因素(高鈣尿)對腎小管上皮細胞生成MCP-1的影響，結果發現高鈣離子環境下腎小管上皮細胞大量表達MCP-1，此結果證實高鈣尿能直接刺激MCP-1的生成，而MCP-1的主要作用是趨化單核/巨噬細胞細胞進入炎癥組織。尚有研究發現，由體外培養的人腎小球系膜細胞、近端小管上皮細胞和牛的腎小球上皮細胞所生成的細胞因子中，具有趨化單核細胞作用的大約70%～80%來自MCP-1[1]。因此，高鈣尿刺激腎小管上皮細胞MCP-1生成在結石形成過程中的作用值得進一步研究。

本研究觀察的另一個重要細胞因子HMGB1是一類在真核細胞中含量豐富的非組蛋白核蛋白，廣泛分布于真核細胞淋巴組織、腦、肝、肺、心、脾、腎等組織中，在核內核外都有重要的作用。在細胞核內能夠參與染色質結構的調整和調節轉錄過程，而在體外卻有強大的促進炎癥的作用[11]。HMGB1作為一種晚期炎癥因子可以來源于多種炎癥細胞包括巨噬細胞、單核細胞和樹突狀細胞。HMGB1能夠主動分泌也能被動釋放，其主要來源是壞死的細胞[12]。胞外HMGB1可以和位于多種細胞表面的晚期糖基化末端產物受體結合，激活細胞絲裂原活化蛋白激酶途經，并活化NF-κB，啟動炎癥反應。單核/巨噬細胞、上皮細胞和垂體細胞在內毒素或炎癥因子刺激下均能分泌HMGBl[13]。近年研究[14]發現，HMGB1對小鼠巨噬細胞在體外和體內注射后均有趨化作用。單核巨噬細胞可在腎臟內晶體沉積周圍出現，吞噬晶體并釋放活性氧和炎性因子，參與炎癥反應[1-4]。我們近期的研究[5]首次發現HMGB1在含鈣腎結石患者尿液中表達增多。因此，HMGB1在結石形成過程的炎癥反應中可能起重要的作用[5]。由于體內可能存在多種刺激HMGB1生成的因素，為此我們進行了本次體外研究，結果證實高鈣離子在體外可單獨刺激腎小管上皮細胞HMGB1的生成。

目前已經發現在腎結石的形成過程中有多種炎性因子的參與，形成了復雜的炎性網絡，這些炎性因子的關聯性值得深入研究。我們注意到NF-κB激活在MCP-1基因的調控方面起作用。在實驗性高草酸尿動物模型研究中已經發現NF-κB的激活可以促進MCP-1的表達[15]。已經知道活性氧是炎癥反應的效應器,其生成過度能激活NF-κB誘導炎癥[16],而草酸鈣腎結石形成與活性氧關系密切[1]，草酸和草酸鈣晶體刺激腎小管上皮生成MCP-1正是通過活性氧所介導的[7-8]。HMGB1能夠通過結合RAGE而激活NF-κB，啟動炎癥過程[17]。HMGB1可以誘導血管內皮細胞和單核細胞促炎介質的表達，包括MCP-1和多種細胞因子(如IL-1β、IL-6和TNF-α)[18-19]。使用抗HMGB1中和抗體治療動脈硬化病變，可以減少巨噬細胞的集聚和減少近72%的MCP-1的表達[14]。在研究肉芽腫腎炎時已經證實，在體外HMGB1也能夠促進大鼠腎小管上皮細胞表達MCP-1[20]。由此可見，炎性因子MCP-1和HMGB1生成之間存在密切聯系。可以假設，在高鈣尿等病理環境下腎小管上皮HMGB1生成增多，活化NF-κB，調控MCP-1生成增多，從而有助于結石的形成。由于體內存在多種損傷及保護因素的干擾，我們前期的臨床研究[5]結果并未發現HMGB1與MCP-1之間的關聯性。因此，我們建立體外細胞培養體系，觀察在高鈣尿這單一因素的作用下，HK-2細胞表達兩個炎性因子的情況。結果發現兩個炎性因子的生成伴隨著活性氧的增加，HMGB1與MCP-1的生成與鈣離子濃度增加呈正相關，提示在高鈣離子環境下，HMGB1與MCP-1的生成通過活性氧所介導，兩個因子的生成存在著一定關聯，但兩個因子之間的關聯是通過何種激活通路來完成的，尚需進一步深入研究。

綜上所述，高鈣離子可誘導人腎小管上皮細胞出現氧化應激損傷，細胞高表達炎性細胞因子MCP-1和HMGB1。研究結果提示，由MCP-1和HMGB1引發的炎癥反應可能是高鈣尿參與結石形成的重要機制，但兩因子之間的關聯性是通過何種激活通路來完成的，尚有待進一步研究。

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(責任編輯： 陳妙玲， 羅森)

Increases in MCP-1 and HMGB1 production in HK-2 cells exposed to high level of calcium in vitro

WANG Yang1, LI Cheng-yang1, SUN Chun1, DENG Yao-liang1, ZENG Guo-hua2, WANG Xiang1, TAO Zhi-wei1, GUAN Xiao-feng1

(1DepartmentofUrology,TheFirstAffiliatedHospitalofGuangxiMedicalUniversity,Nanning530021,China；2DepartmentofUrology,TheFirstAffiliatedHospitalofGuangzhouMedicalUniversity,Guangzhou510120,China.E-mail:assheep@163.com)

AIM: To investigate the effect of high level of calcium on the expression of inflammatory cytokines MCP-1 and HMGB1 in human kidney epithelial HK-2 cells. METHODS: Cultured HK-2 cells were divided into control group (normal media), CaⅠgroup (5 mmol/L Ca2+media), CaⅡgroup (10 mmol/L Ca2+media) and Ca Ⅲ group (15 mmol/L Ca2+media). The cells were incubated with or without additives for 3 h, 6 h and 9 h, and the cell activity was measured by MTT assay. At 6 h, DAPI staining was used to observe the cell apoptosis. LDL activity, H2O2content and 8-isoprostane (8-IP) concentration in the media were determined by microplate reader microfiltration and ELISA. The mRNA expression of MCP-1 and HMGB1 in the cells were determined by real-time PCR, and the protein levels of MCP-1 and HMGB1 in the media were measured by ELISA. RESULTS: The results of MTT assay showed that the inhibition rate of cell activity increased significantly with the increase in calcium concentration in the media. The results of DAPI staining showed that the apoptotic cells increased with the increase in calcium concentration in the media. The LDL activity, H2O2content and 8-IP concentration in the media all increased in accordance with the increased concentrations of calcium supplemented. Compared with control group, the mRNA expression of MCP-1 and HMGB1 in the HK-2 cells increased significantly in the 3 calcium supplemented groups (P<0.05). The protein levels of MCP-1 and HMGB1 in the media of Ca I, Ca II and Ca Ⅲ groups were significantly increased compared with control group (P<0.05). CONCLUSION: The production of MCP-1 and HMGB1 in the HK-2 cells exposed to high level of calcium is significantly increased, in accordance with the oxidative cell injury.

Hypercalciuria; Human renal epithelial cells; MCP-1; HMGB1

1000- 4718(2016)04- 0726- 07

2015- 11- 18

2016- 01- 28

廣西自然科學基金資助項目(No. 2011GXNSFA018177)；廣東省泌尿外科重點實驗室資助項目(No. 2010A060801016)

Tel: 0771-5356516; E-mail: assheep@163.com

R363

A

10.3969/j.issn.1000- 4718.2016.04.024

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