載脂蛋白A-I模擬肽L-4F減輕過氧化氫誘導的小鼠骨髓內皮祖細胞損傷*

展恩欣，　范昊昌，　陳曉鳳，　孫玉蘭，　杜云塞，　黃文秀，　楊娜娜△，　秦樹存△

(泰山醫學院 1山東省高校動脈粥樣硬化重點實驗室，動脈粥樣硬化研究所， 2護理學院，山東 泰安 271016; 3新泰市人民醫院，山東 泰安 271200)

▲并列第1作者

載脂蛋白A-I模擬肽L-4F減輕過氧化氫誘導的小鼠骨髓內皮祖細胞損傷*

展恩欣1,2▲，范昊昌1▲，陳曉鳳1,2，孫玉蘭3，杜云塞1，黃文秀1，楊娜娜1△，秦樹存1,2△

(泰山醫學院1山東省高校動脈粥樣硬化重點實驗室，動脈粥樣硬化研究所，2護理學院，山東 泰安 271016;3新泰市人民醫院，山東 泰安 271200)

[摘要]目的： 研究載脂蛋白A-I模擬肽L-4F是否減輕過氧化氫(hydrogen peroxide，H2O2)誘導的小鼠骨髓來源內皮祖細胞(endothelial progenitor cells，EPCs)氧化應激損傷及其機制。方法: 通過密度梯度離心法分離小鼠骨髓單個核細胞，條件培養基EGM-2MV誘導分化培養EPCs。對培養EPCs先以PI3K/AKT抑制劑LY294002(30 μmol/L)干預2 h后加入L-4F(75 mg/L)4 h，再加入100 μmol/L H2O2 24 h。MTT 法檢測細胞活力，試劑盒檢測各實驗組培養基超氧化物歧化酶(superoxide dismutase，SOD)和丙二醛(malondialdehyde，MDA)含量，以評價細胞氧化與抗氧化平衡及脂質過氧化程度；流式細胞術Annexin V/PI雙染法檢測細胞凋亡；免疫印跡法檢測p-AKT蛋白水平。結果: L-4F預處理顯著抑制了H2O2誘導的細胞活力降低、SOD活性下降、MDA含量增加及細胞凋亡。H2O2下調p-AKT的蛋白水平，L-4F呈濃度依賴性地上調p-AKT的蛋白水平。LY294002抑制了L-4F減輕EPCs損傷的作用。結論: 載脂蛋白A-I 模擬肽L-4F部分通過PI3K/AKT通路減輕H2O2誘導的EPCs氧化應激損傷。

[關鍵詞]動脈粥樣硬化； 載脂蛋白A-I 模擬肽； 內皮祖細胞； 過氧化氫； 氧化應激

心腦血管疾病的主要病理基礎——動脈粥樣硬化(atherosclerosis，AS)嚴重危害人類健康。研究表明，血管內膜內皮細胞損傷及功能異常是導致AS發生的起始環節，因此受損內皮細胞的修復對于抑制AS病變的發生發展至關重要。內皮祖細胞(endothelial progenitor cells，EPCs)作為內皮細胞的前體細胞，可定向誘導分化為內皮細胞。眾多研究表明，EPCs可以遷移到內皮受損部位，介導內皮的再生、促進損傷血管的再內皮化及缺血病變區的新生血管形成，在內皮維護和修復中起必不可少的作用[1-3]。許多病理狀態下機體血管活性氧含量增加，產生嚴重的氧化應激反應，導致內皮受損；同時嚴重影響EPCs的數量和功能[4]，使內皮修復受損，進而引起AS性心血管疾病的發生發展[5]。因此保護EPCs免受氧化應激損傷對抑制AS性心血管疾病的發生發展至關重要。

高密度脂蛋白(high-density lipoprotein，HDL)血漿水平與AS性心血管疾病呈負相關，是抗AS的重要靶點。HDL具有促進膽固醇逆轉運、抗炎、抗氧化、保護血管內皮等減輕AS發生發展的功能。HDL抗AS的作用與其主要結構性蛋白載脂蛋白A-I(apolipoprotein A-I,ApoA-I)密切相關。L-4F是一種ApoA-I 模擬肽，研究證實L-4F通過促進巨噬細胞膽固醇外排抑制AS的發生發展[6]；也可通過減少內皮細胞超氧陰離子的生成保護內皮功能[7]，但L-4F對內皮細胞前體細胞——EPCs的作用尚未明確。本文通過H2O2誘導的EPCs氧化應激損傷模型，研究ApoA-I 模擬肽L-4F減輕EPCs氧化應激損傷的作用及機制。

材料和方法

1材料與試劑

人淋巴細胞分離液(TBD)；人纖維連接蛋白(BD)；Dulbecco′s PBS(Gibco)；DiI標記的乙?；兔芏戎鞍?DiI-labelled acetylated low-density lipoprotein,DiI-Ac-LDL)和FITC-UEA-I(BTI)；EBM-2培養基(Lonza)；M199培養基(Thermo)；L-4F(中科亞光多肽服務公司)；四甲基偶氮唑藍 [3-(4,5-dime-thylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyl-2H-tetrazolium bromide, MTT]購自Sigma；二甲基亞砜(dimethyl sulfoxide, DMSO)購自Gibco；超氧化物歧化酶(superoxide dismutase，SOD)和丙二醛(malondialdehyde，MDA)測定試劑盒(南京建成生物工程研究所)；Annexin/V-FITC/碘化丙啶(propidium iodide,PI)細胞凋亡檢測試劑盒(南京凱基公司)；增強化學發光試劑盒(Pierce)； PVDF 膜(Millipore)；β-actin(北京中杉金橋)；AKT(Sigma)；p-AKT(Abcam)，其余試劑均為分析純產品。

2方法

2.1小鼠骨髓來源EPCs的分離培養4周齡小鼠麻醉后斷頸處死，75%乙醇浸泡15 min；剪刀剪取股骨，用預冷的PBS溶液反復沖洗骨髓腔，直到沖洗液變為清亮；反復吹打沖洗液，將混勻的沖洗液用100 μmol/L濾網過濾成單細胞懸液，置于離心管中，再緩慢加入人淋巴細胞分離液(沖洗液與人淋巴細胞分離液體積比為1∶1)，20 ℃下2 000 r/min離心20 min；離心管中間乳白色云霧狀為單個核細胞，將其輕輕吸取到新的離心管中，用PBS溶液洗細胞沉淀2次；完全培養基重懸細胞后反復吹打成單細胞懸液，進行細胞計數；接種于預先用人纖維連接蛋白包被的6孔板或培養瓶中，密度為1×106/cm2；3 d后更換培養基，去除非貼壁細胞，隨后每隔2 d更換含10%血清的EGM-2MV條件培養基 1 次。

2.2EPCs的雙熒光染色鑒定將爬片的EPCs與DiI-Ac-LDL(2.5 g/L)于37 ℃孵育2 h；然后用多聚甲醛(1%～2%)固定細胞，5 min后用PBS浸洗，再加入FITC標記的荊豆凝集素(10 mg/L)于37 ℃孵育1 h，PBS洗去多余染料后，中性甘油封片，用熒光顯微鏡或激光共聚焦觀察；顯示黃色熒光的為DiI-Ac-LDL陽性，顯示綠色熒光的為FITC-UEA-I陽性，兩者雙染色陽性細胞被認為是正在分化的EPCs。

2.3實驗分組EPCs培養7 d后，用0.25% 胰酶消化細胞制成細胞懸液，以同等數量細胞接種于孔板中，實驗前將含10%血清的EGM-2MV培養基換為不含血清的M199培養基，隨機分為：正常對照組：常規培養；L-4F組：培養基中分別加入10、25、50、75和100 mg/L的L-4F 24 h；H2O2組：培養基中加入100 μmol/L的H2O224 h；L-4F+ H2O2組：培養基先加入25、50和75 mg/L的L-4F預處理4 h后，再加入100 μmol/L的H2O224 h；LY294002+L-4F+ H2O2組：培養基先加入LY294002 2 h預處理后，再加入75 mg/L的L-4F 4 h，最后加入100 μmol/L 的H2O224 h。

2.4MTT法檢測細胞活力將細胞以同等數量(1×104)接種于96孔板中， 按實驗分組處理細胞后，每孔加入20 μL MTT(5 g/L)，于細胞培養箱中繼續培養， 4 h后棄去上清，每孔加入DMSO 200 μL，搖床振蕩搖勻10 min，于波長490 nm 處測定各孔吸光度(A)。以對照組細胞活力為100%，其余各組細胞活力以其A值占對照組A值的百分比表示。

2.5細胞上清液總超氧化物歧化酶活力的測定收集各組細胞培養上清液，按照說明書依次加液，37 ℃下水浴40 min；加入顯色液并混勻，室溫放置10 min，于波長550 nm處，1 cm光徑比色杯，蒸餾水調零，測各組吸光度值，每組重復測 1 次。根據吸光度值計算實驗各組總SOD 活力。以對照組SOD活力為 100%，其余各組SOD活力以其占對照組的百分比表示。

2.6細胞上清液丙二醛含量的測定收集各組細胞培養上清液，按照說明書依次加液，95 ℃下水浴40 min，取出后流水冷卻，離心10 min(3 500～4 000 r/min)。取上清，于波長532 nm處，1 cm光徑比色杯，蒸餾水調零，測各組吸光度值，每組重復測 1 次。根據吸光度值計算MDA含量。以對照組MDA含量為 100%，其余各組MDA含量以其占對照組的百分比表示。

2.7Annexin V-FITC/PI雙染流式細胞術分析細胞凋亡率收集各組細胞，于4 ℃離心5 min，1 200 r/min，冷PBS漂洗細胞2次。棄上清，將細胞重懸于100 μL binding buffer，各加入 5 μL Annexin V-FITC和PI，混勻后室溫避光孵育15 min，再加入400 μL binding buffer，上流式細胞儀(Becton-Dickinson) 檢測細胞凋亡情況。

2.8免疫印跡法檢測p-AKT蛋白水平按照RIPA蛋白提取試劑盒說明書提取各組細胞蛋白，BCA 法進行蛋白定量；加入4×上樣緩沖液，沸水浴5 min 使蛋白變性。進行SDS-PAGE(10%分離膠)后電轉印至PVDF膜，3%脫脂奶粉封閉1～2 h后，分別用兔抗p-AKT(1∶300)、AKT(1∶2 000)和β-actin 抗體(1∶2 000)多克隆抗體4 ℃過夜，洗膜后用辣根過氧化物酶標記的相應Ⅱ抗室溫孵育1～2 h。增強化學發光法顯示免疫條帶，暗室曝光， Image-Pro Plus軟件分析蛋白條帶A值。

3統計學處理

實驗數據以均數±標準差(mean±SD)表示，采用SPSS 17.0 進行統計學分析，多組間比較應用單因素方差分析，組間均數比較應用SNK-q檢驗。以P<0.05為差異有統計學意義。

結果

1EPCs的表型及鑒定

EPCs培養至第7天，倒置顯微鏡下顯示為針樣細胞，熒光顯微鏡下見DiI-Ac-LDL染色陽性細胞發橙黃色熒光，FITC-UEA-I染色陽性細胞發綠色熒光，二者雙染陽性細胞為正在分化的EPCs，雙陽性率大于80%，與國內外文獻報道一致，見圖1。

Figure 1.Identification of EPCs derived from rat bone marrow.MNCs isolated from mouse bone marrow showed the characteristics of EPCs. A: EPCs exhibiting spindle morphology cultured for 7 d in EGM-2MV medium (×20); B: EPCs binding FITC-UEA-I (×10); C: EPCs taking DiI-Ac-LDL (×10).

圖1小鼠骨髓來源EPCs的表型及鑒定

2L-4F對內皮祖細胞細胞活力的影響

與對照組比較，L-4F呈濃度依賴性上調EPCs細胞活力(P<0.05)；同時L-4F可減輕H2O2誘導的EPCs損傷，細胞活力明顯增加(P<0.05)，尤以75 mg/L L-4F組更為明顯(P<0.01)；但LY294002預處理明顯抑制了L-4F減輕H2O2誘導的EPCs細胞活力損傷的作用，與正常對照組比較差異有統計學意義(P<0.01)，見圖2。

Figure 2.The effects of L-4F on the viability of EPCs. The viability of cells under different treatments was measured by MTT assay and expressed as the percentage of control. Mean±SD.n=3.*P<0.05,**P<0.01vscontrol group;#P<0.05,##P<0.01vsH2O2group．

圖2L-4F對EPCs細胞活力的影響

3L-4F對培養基SOD和MDA水平的影響

如圖3所示，以75 mg/L L-4F 處理細胞24 h，與對照組相比，培養基中SOD活性顯著升高(P<0.05)，MDA含量有所降低，但不明顯；H2O2組培養基中SOD活性明顯降低，MDA含量明顯升高；與正常對照組比較差異有統計學意義(P<0.01)；而與H2O2組相比，L-4F預處理組SOD活力明顯升高，MDA含量明顯降低(P<0.05)，尤以75 mg/L L-4F組更為明顯(P<0.01)。而LY294002預處理組與H2O2組比較差異無統計學意義，但與正常對照組相比差異有統計學意義(P<0.01)。

Figure 3.The effects of L-4F on the levels of SOD and MDA in the culture medium.Mean±SD.n=3.*P<0.05,**P<0.01vscontrol group;#P<0.05,##P<0.01vsH2O2group.

圖3L-4F對培養液SOD和MDA 水平的影響

4L-4F抑制H2O2誘導的內皮祖細胞凋亡

結果顯示，75 mg/L L-4F處理細胞24 h，總細胞凋亡率較正常對照組降低了23.9%(P<0.01)；100 μmol/L的H2O2處理EPCs 24 h 后，總細胞凋亡率明顯增加，為對照組的1.43倍(P<0.01)；而給予75 mg/L L-4F預處理4 h，則顯著減少H2O2所誘導的細胞凋亡，其總細胞凋亡率較H2O2處理組降低了26.1%(P<0.01)；LY294002預處理則明顯抑制了L-4F的這種作用，與正常對照組相比差異有統計學意義(P<0.01),見圖4。

Figure 4.L-4F restored H2O2-induced apoptosis in EPCs. The ratio of apoptotic cells stained with Annexin V-FITC and PI was detected by flow cytometry analysis.Mean±SD.n=3.**P<0.01vscontrol group;##P<0.01vsH2O2group.

圖4L-4F減少H2O2誘導的EPCs 凋亡

5L-4F 抑制H2O2誘導p-AKT表達下調

與對照組比較，L-4F顯著上調p-AKT蛋白表達，尤以75 mg/L L-4F組更為明顯(P<0.01)，見圖5。

Figure 5.The effect of L-4F on p-AKT protein expression in EPCs. Mean±SD.n=3.*P<0.05,**P<0.01vscontrol group.

圖5L-4F對p-AKT蛋白表達的影響

H2O2可明顯下調EPCs p-AKT的蛋白水平(P<0.01)，而L-4F顯著抑制H2O2所誘導的p-AKT蛋白水平下調，并且呈濃度依賴性(P<0.05)，見圖6。

Figure 6.The effect of L-4F on H2O2-induced p-Akt protein decrease in EPCs. Mean±SD.n=3.**P<0.01vscontrol group;#P<0.05,##P<0.01vsH2O2group.

圖6L-4F對H2O2所誘導的p-AKT蛋白表達的影響

LY294002預處理則顯著抑制L-4F誘導的p-AKT蛋白水平上調，與正常對照組相比差異具有統計學意義(P<0.01)，見圖7。

Figure 7.LY294002 inhibits L-4F-induced up-regulation of p-AKT in the EPCs. Mean±SD.n=3.**P<0.01vscontrol group;##P<0.01vsH2O2group．

圖7LY294002抑制L-4F誘導的p-AKT蛋白水平的上調

討論

內皮細胞受損導致的內皮功能障礙與AS的發病密切相關[8]，因此保護內皮功能可以延緩AS的發生發展。自1997年Asahara等[9]首次分離出EPCs，人們對其進行了大量研究。EPCs可分化為成熟內皮細胞，具有增殖、遷移、黏附和成血管等功能，內膜受損傷時循環中的EPCs可歸巢到損傷部位修復受損內膜，進而減慢AS 的進程[10]。然而許多血管疾病狀態下機體氧化應激水平升高，導致EPCs數量的減少和功能的受損，在AS 病人中，EPCs 的數量與AS 嚴重程度呈負相關[11]。

HDL通過逆轉運膽固醇、抗脂質氧化、抗炎、抗血栓形成、保護內皮細胞等功能發揮其抗AS 作用。近年來的研究發現了HDL抗AS的新機制——調節干、祖細胞的功能。HDL通過PI3K/AKT通路促進EPCs的增殖[12]、增加NO產量及促進端粒酶激活[13]來延緩EPCs的凋亡發揮抗AS的作用。重組HDL能夠促進EPCs分化為內皮細胞及缺血部位新血管生成[14]。ApoA-I作為HDL的主要蛋白成分，在其抗AS過程中發揮重要作用。但由于ApoA-I分子量較大，需要通過靜脈給藥；且制造困難、成本高昂。因此，分子量較小、生物活性相似的ApoA-I模擬肽成為近年來心血管疾病治療領域的熱點。由18個氨基酸肽鏈片段合成的ApoA-I模擬肽L-4F和D-4F，因較高的生物活性及有利的理化特性，成為目前研究最為廣泛的ApoA-I模擬肽。ApoA-I模擬肽Rev-D4F抑制ApoE敲除鼠AS的發展[15]；且D-4F抑制巨噬細胞內脂質蓄積[16]。Zhang等[17]的研究顯示ApoA-I 模擬肽D-4F通過eNOS/NO通路促進EPCs增殖、遷移、黏附。我們課題組研究發現Rev-D4F通過PI3K/AKT/eNOS通路提高EPCs的生物學功能[18]。

本研究以L-4F為研究對象，在H2O2誘導EPCs氧化應激損傷模型基礎上，采用MTT、流式細胞術、SOD及MDA檢測試劑盒、免疫印跡法檢測L-4F對氧化損傷后EPCs凋亡、釋放 SOD、MDA及p-AKT蛋白水平的影響。研究結果發現，以L-4F處理EPCs，顯著增加了EPCs細胞活力及培養基SOD活力，減少了凋亡比例，但對MDA的釋放無明顯影響；H2O2處理細胞24 h，EPCs細胞活力、培養基SOD活力顯著降低，MDA的釋放及凋亡比例顯著增加；L-4F預處理則明顯減輕了H2O2誘導的EPCs損傷。說明L-4F能有效拮抗H2O2誘導的EPCs氧化應激損傷。同時L-4F明顯上調EPCs p-AKT蛋白表達，且呈濃度依賴性；L-4F預處理也顯著抑制H2O2誘導的EPCs p-AKT的蛋白水平的下調。而在加入PI3K/AKT抑制劑LY294002后明顯抑制了L-4F減輕H2O2誘導的EPCs氧化應激損傷及上調H2O2誘導的p-AKT蛋白表達降低的作用。提示L-4F的這種保護作用部分通過PI3K/AKT通路實現。

綜上所述，ApoA-I 模擬肽L-4F部分通過PI3K/AKT通路減輕H2O2誘導的EPCs氧化應激損傷。EPCs對許多疾病狀態下血管內皮損傷的修復至關重要，因此，L-4F對延緩內皮損傷導致的AS性心血管疾病的發生發展具有一定的臨床應用價值，為臨床抗AS治療提供了新的研究思路。

[參考文獻]

[1]Xu JY, Lee YK, Wang Y, et al. Therapeutic application of endothelial progenitor cells for treatment of cardiovascular diseases[J]. Curr Stem Cell Res Ther, 2014, 9(5):401-414.

[2]楊娜娜，張良，丁國勇，等. 單個核細胞分化的命運與動脈粥樣硬化[J]. 中國病理生理雜志, 2010, 26(5):1015-1019.

[3]崔斌，黃嵐，武曉靜，等.內皮祖細胞移植對血管內膜修復的影響[J]. 中國病理生理雜志,2007,23(4):625-628.

[4]Liu Y, Wei J, Chang M, et al. Proteomic analysis of endothelial progenitor cells exposed to oxidative stress[J]. Int J Mol Med, 2013, 32(3):607-614.

[5]Peng J, Liu B, Ma QL, et al. Dysfunctional endothelial progenitor cells in cardiovascular diseases: role of NADPH oxidase[J]. J Cardiovasc Pharmacol, 2015, 65(1):80-87.

[6]Xie Q, Zhao SP, Li F. D-4F, an apolipoprotein A-I mimetic peptide, promotes cholesterolefflux from macrophages via ATP-binding cassette transporter A1[J]. Tohoku J Exp Med,2010, 220( 3):223-228.

[7]Ou Z, Ou J, Ackerman AW, et al. L-4F, an apolipoprotein A-1 mimetic, restores nitric oxide and superoxide anion balance in low-density lipoprotein-treated endothelial cells[J].Circulation, 2003, 107(11):1520-1524.

[8]Schwartz BG, Economides C, Mayeda GS, et al. The endothelial cell in health and disease: its function,dysfunction, measurement and therapy[J]. Int J Impot Res, 2010, 22( 2):77-90.

[9]Asahara T, Murohara T, Sullivan A, et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis[J]. Science, 1997, 275(5302):964-967.

[10]Sen S, McDonald SP, Coates PT, et al. Endothelial progenitor cells: novel biomarker and promising cell therapy for cardiovascular disease[J]. Clin Sci (Lond), 2011, 120(7):263-283.

[11]Zhang X, Huang Z, Xie Y, et al. Lower levels of plasma adiponectin and endothelial progenitor cells are associated with large artery atherosclerotic stroke[J]. Int J Neurosci, 2016, 126(2):121-126.

[12]Zhang Q, Yin H, Liu P, et al. Essential role of HDL on endothelial progenitor cell proliferation with PI3K/Akt/cyclin D1 as the signal pathway[J]. Exp Biol Med (Maywood), 2010, 235(9):1082-1092.

[13]Pu DR, Liu L. HDL slowing down endothelial progenitor cells senescence: a novel anti-atherogenic property of HDL[J]. Med Hypotheses, 2008, 70(2):338-342.

[14]Tso C, Martinic G, Fan WH, et al. High-density lipoproteins enhance progenitor-mediated endothelium repair in mice[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2006, 26(5):1144-1149.

[15]Qin S, Kamanna VS, Lai JH, et al. Reverse D-4F, an apolipoprotein-AI mimetic peptide, inhibits atherosclerosis inApoE-null mice[J]. J Cardiovasc Pharmacol Ther, 2012,17(3):334-343.

[16]趙莉，姚樹桐，陳軍，等.載脂蛋白 A-I模擬肽D-4F對巨噬細胞源性泡沫細胞清道夫受體 A1 的抑制作用[J]. 中國病理生理雜志,2014,30(10):1742-1747.

[17]Zhang Z, Qun J, Cao C, et al. Apolipoprotein A-I mime-tic peptide D-4F promotes human endothelial progenitor cell proliferation, migration,adhesion though eNOS/NO pathway[J]. Mol Biol Rep, 2011, 39(4):4445-4454.

[18]Yang N, Yao S, Wang M, et al. Apolipoprotein A-I mimetic peptide reverse D-4F improves the biological functions of mouse bone marrow-derived late EPCs via PI3K/AKT/eNOS pathway[J]. Mol Cell Biochem, 2013, 377(1-2):229-236.

(責任編輯： 盧萍， 羅森)

Apolipoprotein A-I mimetic peptide L-4F reduces hydrogen peroxide-induced injury of mouse bone marrow-derived EPCs

ZHAN En-xin1, 2， FAN Hao-chang1， CHEN Xiao-feng1, 2， SUN Yu-lan3， DU Yun-sai1， HUANG Wen-xiu1, YANG Na-na1, QIN Shu-cun1, 2

(1KeyLaboratoryofAtherosclerosisinUniversitiesofShandong,InstituteofAtherosclerosis，2CollegeofNursing,TaishanMedicalUniversity,Taian271016,China;3XintaiPeople’sHospital,Taian271200,China.E-mail:shucunqin@hotmail.com;benben1980@126.com)

[ABSTRACT]AIM: To investigate the protective effect and underlying mechanism of apolipoprotein A-I mimetic peptide L-4F on mouse bone marrow-derived endothelial progenitor cells (EPCs) injured by hydrogen peroxide (H2O2). METHODS: The bone marrow-derived mononuclear cells of C57 mice were isolated by density gradient centrifugation and cultured in EGM-2MV medium. EPCs were pretreated with a PI3K inhibitor LY294002 (30 μmol/L) for 2 h, and then incubated with L-4F (75 mg/L) for 4 h, followed by the treatment with 100 μmol/L H2O2 for 24 h. MTT assay and flow cytometry with Annexin V/PI staining were used to detect cell viability and apoptosis. The extracellular superoxide dismutase (SOD) andmalondialdehyde (MDA) levels were measured to characterize the balance between oxidation and antioxidation, and lipid peroxidation. The protein level of phosphorylated AKT (p-AKT) was analyzed by Western blot. RESULTS: L-4F restored H2O2-induced decrease in EPCs cell viability and apoptosis, and inhibited H2O2-induced decrease in SOD activity and increase in MDA level in culture medium. In addition, H2O2inactivated p-AKT, which was significantly restored by L-4F. However, LY294002 inhibited the restoration of L-4F on EPCs impaired by H2O2. CONCLUSION: Apolipoprotein A-I mimetic peptide L-4F significantly reduced H2O2-induced mouse bone marrow-derived EPC injury partially through stimulating the PI3K/AKT signaling pathway.

[KEY WORDS]Atherosclerosis; Apolipoprotein A-I mimetic peptide; Endothelial progenitor cells; Hydrogen peroxide; Oxidative stress

[文章編號]1000- 4718(2016)01- 0001- 07

[收稿日期]2015- 07- 20[修回日期] 2015- 10- 21

*[基金項目]國家自然科學基金資助項目(No. 30971098);山東省自然科學基金資助項目(No. Z2008C03; No. ZR2012HL18);山東省教育廳科技計劃(No. J14LK03)

通訊作者△秦樹存 Tel: 0538-6222986; E-mail: shucunqin@hotmail; 楊娜娜 Tel: 0538-6225275; E-mail: benben1980@126.com

[中圖分類號]R363

[文獻標志碼]A

doi:10.3969/j.issn.1000- 4718.2016.01.001

·論著·