Red同源重組敲除nagE和manX對大腸桿菌發酵生產氨基葡萄糖的影響

陳欣，劉龍，李江華，劉杰，堵國成，陳堅

1 糖化學與生物技術教育部重點實驗室，江蘇 無錫 214122

2 江南大學生物工程學院，江蘇 無錫 214122

3 江蘇江山制藥有限公司，江蘇 靖江 214500

4 江南大學糧食發酵工藝與技術國家工程實驗室，江蘇 無錫 214122

氨基葡萄糖 (Glucosamine，2-amino-2-deoxy-D-glucose，GlcN) 又稱氨基葡糖或葡糖胺，是葡萄糖的一個羥基被氨基取代后的化合物[1-4]，在保健食品和醫藥領域具有廣泛應用，如能特異性地作用于關節軟骨，有效治療風濕性關節炎；可抑制白血病細胞K562的生長；可參與肝腎解毒，發揮抗炎、護肝的作用等[5-7]。在日本和美國，GlcN作為食品配料廣泛應用。但令人遺憾的是，目前國內上市的GlcN產品還比較少，相關產品的開發空間和潛力巨大。GlcN的生產方法可分為3種：甲殼素水解法、生物轉化法[8-9]和微生物發酵法[1-4]。甲殼素水解是目前生產GlcN的主要方法，但原料來源受限、環境污染嚴重、部分消費者服用后會過敏；生物轉化法生產的酶的價格高、生產成本高，轉化時間長，難于實現工業化生產[1-4,10-11]；因此微生物發酵生產GlcN吸引了越來越多研究者的關注[12-14]。相對于水解法和生物轉化法，微生物發酵法具有以下優點：1) 發酵時間較短，生產強度較高；2) 原料來源不受地域和季節限制，產品無魚腥味；3) 對環境污染??；4) 產品來自微生物，消費者服用后不會出現過敏。但目前國內外關于 GlcN發酵生產的研究寥寥無幾。

對大腸桿菌中 GlcN合成代謝途徑的研究[1,4,15-16]表明：進入細胞內的葡萄糖在磷酸葡萄糖異構酶 (PGI) 的催化下轉化成6-磷酸葡萄糖，后者在氨基葡萄糖合成酶 (GlmS) 催化下生成GlcN，氨基葡萄糖乙?；?(Gna1) 催化 GlcN轉化成乙酰氨基葡萄糖 (GlcNAc) (圖1)。本研究室通過在大腸桿菌 Escherichia coli ATCC 25947中過量表達氨基葡萄糖合成酶 (由基因glmS編碼) 和氨基葡萄糖乙?；?(由基因gna1編碼)，成功構建了一株可高效合成氨糖的重組大腸桿菌E. coli-glms-gna1。通過乙?；瘜lcN轉化為GlcNAc可顯著降低GlcN對細胞生長和代謝的抑制作用，在下游純化過程中用弱酸處理即可將GlcNAc脫乙酰獲得最終產品GlcN，因此，GlcN和GlcNAc都是本文中的目標發酵產物。但前期的研究發現[4]，由于 GlcN依靠甘露糖磷酸轉移系統 (Mannose PTS，ⅡMan，由manXYZ操縱子編碼) 和葡萄糖磷酸轉移系統(glucose PTS，ⅡGlc，由pstG基因編碼) 對其進行磷酸化后從胞外向胞內轉運，GlcNAc依靠ⅡMan和乙酰氨基葡萄糖磷酸轉移系統 (GlcNAc PTS，ⅡNAG，由基因nagE編碼) 對其進行磷酸化后從胞外向胞內轉運，導致氨糖產量降低。因此，要想在胞外積累高濃度的GlcN或GlcNAc，就必須減弱或阻斷GlcN或GlcNAc從胞外到胞內的轉運。manXYZ操縱子由X、Y、Z三個基因構成，其中manX基因編碼甘露糖特異性磷酸轉移復合酶的組分ⅡA和ⅡB蛋白，manX基因的缺失對甘露糖特異性磷酸轉移復合酶活性影響較大，通過敲除nagE和manX基因，有望阻止胞外GlcN或GlcNAc向胞內的轉運，進而增加產量[17-18]。

近年來發展起來的依賴λ噬菌體的Red重組系統，可以直接利用含同源臂的PCR線性片段，替換出同源臂內的目的基因。該系統利用λ噬菌體3個蛋白質Exo、Bet和Gam，Cam抑制大腸桿菌的RecBCD核酸外切酶V的活性，使外源線性DNA不會立即被降解，Exo和Bet引導線性片段與同源區發生重組置換，而且效率較傳統的同源重組方法高幾十倍[19-20]。我們從基因突變菌株中通過PCR反應擴增出突變基因及其兩翼 DNA片段，利用該系統替代 E. coli-glms-gna1中相應基因，構建了 nagE及manX缺失的大腸桿菌工程菌株，使其喪失氨基葡萄糖磷酸轉移功能，以此增加胞外氨糖產量。

1 材料與方法

1.1 試劑與材料

1.1.1 菌株和質粒

E. coli-glms-gna1：本實驗保藏，將來自大腸桿菌 E. coli基因組的氨基葡萄糖合成酶基因(glmS) 和氨基葡萄糖乙酰化酶基因 (gna1) 通過pET-28 (a) 在E. coli ATCC 25947 (DE3) 中進行了克隆和表達而獲得；E. coli JW0665-1 (F-，?(araD-araB) 567， ?lacZ4787 (::rrnB-3)，?nagE728::kan，lambda-，rph-1，? (rhaD-rhaB) 568，hsdR514)；E. coli JW1806-1 (F-，?(araD-araB) 567，ΔlacZ4787 (::rrnB-3)，lambda-，ΔmanX741::kan，rph-1，? (rhaD-rhaB) 568，hsdR514)，用于提供被卡那霉素抗性基因 (Kanr)插入失活的nagE及manX片段，購自美國耶魯大學菌種保藏中心；質粒pKD46和pCP20購自美國耶魯大學菌種保藏中心。

1.1.2 酶和試劑

胰蛋白胨和酵母粉購自 Oxoid公司；LA DNA聚合酶和 PCR產物回收試劑盒購自TaKaRa公司 (大連)；卡那霉素、氨芐青霉素、引物合成、L-阿拉伯糖和質粒提取試劑盒購于Sangon生工生物工程 (上海) 有限公司；其余試劑均為國產分析純。

1.1.3 儀器

電轉化儀 (GenePulser Xcell)，Bio-Rad公司；臺式高速離心機，日本Hitech公司；DYY-6C型電泳儀，北京六一儀器廠；凝膠成像系統，Bio-Rad公司；PCR儀，Bio-Rad公司；7 L發酵罐 (NEW BRUNSWICK SCIENTIFIC，G107-09)。

1.2 方法

1.2.1 培養基

LB培養基：酵母膏5 g，蛋白胨10 g，NaCl 10 g，瓊脂20 g，定容至1 L，pH 7.0。

發酵培養基：葡萄糖10.0% (W/V)，蛋白胨1.2% (W/V)，酵母膏 2.4% (W/V)，甘油 0.4% (V/V)，KH2PO417 mmol/L，K2HPO472 mmol/L。

圖1 大腸桿菌中氨基葡萄糖合成途經Fig. 1 Biosynthetic pathways of glucosamine in E. coli. Glc: glucose; Fru-6-P: fructose-6-P; ptsG: glucose transporter gene; GlcN-6-P: glucosamine-6-P; GlcNAc-6-P: N-acetylglucosamine-6-P; glmS: glucosamine synthase; gna1: glucosamine-6-phosphate acetyltransferase; nagE: GlcNAc-specific transporter gene; manXYZ: mannose transporter gene; OUT: outside the cell; IN: inside the cell.

1.2.2 引物設計

根據E. coli JW0665 nagE基因上下游800 bp設計引物NU和ND，擴增得到3.5 kb的突變序列；根據E. coli JW1806-1 manX基因上下游500 bp序列設計引物MU和MD，擴增得到2.3 kb的突變序列，同時根據kanr內部序列設計鑒定引物K1和K2，用于對轉化子的驗證 (表1)。

1.2.3 感受態細胞制備

從30 ℃培養16~20 h的平板中挑取一個單菌落，轉接到含20 mL LB培養基的250 mL三角瓶中，于 30 ℃下 200 r/min培養過夜，按0.5%的接種量轉接含有50 mL LB培養基的500 mL三角瓶中，于30 ℃、200 r/min培養至OD600≈0.6，將三角瓶置于冰中預冷 30 min，于超凈臺內將培養液轉移到預冷的 50 mL無菌離心管中，冰上放置10 min；4 ℃、4 000 r/min離心10 min；棄上清，加入少量預冷的無菌水重懸菌體，4 ℃、4 000 r/min離心10 min；重復1次無菌水洗菌體；最后用預冷的 10%甘油洗滌 1次，4 ℃、4 000 r/min離心10 min，棄上清，將菌體懸浮于0.8 mL 10%的甘油中，按每管50 μL感受態細胞進行分裝，或保存于?80 ℃備用。

制備用于同源重組的 E. coli JW0665-1 (pKD46) 或E. coli JW1605-1 (pKD46) 感受態細胞時，當菌液OD600≈0.2時加入1 mmol/L的L-阿拉伯糖誘導Red重組酶表達，30 ℃、200 r/min培養至菌液最終OD600≈0.6，其他操作同上。

1.2.4 電轉化

取出感受態細胞，在冰浴中融化；加入待轉化的1~2 μL DNA或1 μL pKD46或pCP20，用粗口吸頭輕柔混合；將上述混合物轉入預冷的0.2 cm電轉杯中，冰浴中預冷10 min；打開電轉儀，將參數設定為2 500 V，25 mF，200 ?，電擊時間約為5 ms；從冰中取出電轉杯，用紙巾吸去表面的水分，放入樣品槽中；電擊后立即加入1 mL LB培養基，30 ℃、200 r/min培養1.5 h后將轉化后的感受態細胞涂布在含有抗生素的LB平板上于30 ℃培養進行篩選。擴增片段轉化含有 pKD46的感受態細胞時，電轉化后的培養條件為30 ℃培養1.5 h，然后升溫至42 ℃培養12~16 h以去除pKD46；利用pCP20消除轉化子中kanr時，電轉化后的培養條件為30 ℃培養2 h，然后升溫至42 ℃培養 12~16 h以去除pCP20。

1.2.5 轉化子驗證

將電轉化后長出的轉化子分別用 NU/ND、 MU/MD及鑒定引物K1/K2進行菌落PCR驗證(表2)，考察nagE和manX基因是否已被kanr基因替換。

1.2.6 發酵實驗

在7 L發酵罐中配制發酵培養基，裝液量為4 L，接入E. coli-glms-gna1、E. coli-glms-gna1-?nagE和E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX，接種后37 ℃、400 r/min培養，通氣量240 L/h，至OD600達到0.6 (約4 h)，加入乳糖 (其在發酵罐中的濃度為5 g/L)，誘導重組質粒pET28 (a)-glms-gna1中glmS和gna1基因表達，繼續發酵至20 h。于接種后6 h、8 h、10 h、12 h、14 h、16 h、18 h、20 h進行生物量、GlcN和GlcNAc產量的分析。

1.2.7 生物量、GlcN和GlcNAc的檢測方法

生物量采用干重法測定。GlcN的檢測參考Elson-Morgan法[4,21]：取發酵液5.0 mL加入5 mL離心管中，8 000 r/min離心8 min，取0.5 mL離

心上清液加入乙酰丙酮試劑1.0 mL，90 ℃水浴處理1 h，冷卻至室溫，慢慢加入96% (V/V) 乙醇10 mL，然后加入DMAB試劑1.0 mL，混合均勻?；旌虾笫覝胤胖? h，530 nm處比色，根據標準曲線計算GlcN產量。GlcNAc用HPLC方法檢測[22]，Agilent 1200，RID檢測器，Alltech C18柱(250×4.6 mm，5 μm)，流動相：70%乙腈，流速0.7 mL/min，柱溫30 ℃，進樣體積為10 μL。

表1 本實驗中使用的PCR系列引物Table 1 PCR primers used in this work

表2 轉化子菌落PCR反應中使用的引物、模板、退火溫度及產物大小Table 2 Primer pairs, templates and annealing temperature used for the transformant colony PCR and the size of PCR products

2 結果與分析

2.1 卡那抗性基因替代nagE及manX基因

利用引物NU/ND從E. coli JW0665-1中擴增出的 DNA片段，通過 Red重組替代 E. coliglms-gna1基因組nagE基因，轉化子驗證結果如圖2所示。泳道2為E. coli-glms-gna1- ?nagE::kan菌落PCR產物，大小為2 923 bp，泳道3為原菌株E. coli-glms-gna1菌落PCR產物，大小為3 547 bp，利用鑒定引物NU/K2和K1/ND分別對 E. coli-glms-gna1、E. coli JW0665-1和 E. coli-glms- gna1-?nagE::Kan進行菌落PCR，泳帶4和8為對照，無擴增產物，泳道5、6、7中條帶大小均為1 649 bp，泳道9、10中條帶大小均為1 662 bp，說明攜帶kanr基因的PCR擴增片段已經替代了nagE基因，得到nagE基因插入失活的菌株E. coli-glms-gna1- ?nagE::kan。

圖2 E. coli-glms-gna1-?nagE::kan菌落PCR電泳結果Fig. 2 Colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE::kan. 1: DL 5 000 DNA marker; 2: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE::kan amplified by primers NU and ND (2 923 bp); 3: colony PCR products of E. coli-glms-gna1 amplified by primers NU and ND (3 547 bp); 4: colony PCR products of E. coli-glms-gna1 amplified by primers K1 and ND; 5: colony PCR products of E. coli JW0665-1 amplified by primers K1 and ND (1 649 bp); 6, 7: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE::kan amplified by primers K1 and ND (1 649 bp); 8: colony PCR products of E. coli-glms-gna1 amplified by primers NU and K2; 9: colony PCR products of E. coli JW0665-1 amplified by primers NU and K2 (1 662 bp); 10: colony PCR products of E. coli-glms-gna1- ?nagE::kan amplified by primers NU and K2 (1 662 bp); 11: DL 2000 DNA marker.

利用引物 MU/MD從 E. coli JW1806-1中擴增出的 DNA片段，通過 Red重組替代E. coli-glms-gna1-?nagE基因組manX基因。轉化子驗證結果如圖3所示，泳道1和2為E. coli-glms-gna1-?nagE菌落PCR產物，大小為2 923 bp，泳道3、4分別為菌株E. coli JW1806-1和 E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::Kan菌落PCR產物，大小為3 547 bp，利用鑒定引物NU/K2和K1/ND分別對E. coli-glms-gna1-?nagE、E. coli JW1806-1和E. coli-glms-gna1-?nagE-manX::Kan進行菌落PCR，泳道5和8為對照，無擴增產物，泳道6、7條帶大小均為1 344 bp，泳道9、10條帶大小均為 1 383 bp，說明攜帶 kanr基因的PCR擴增片段已經替代了manX基因。

2.2 卡那抗性基因的去除

將質粒 pCP20轉化 E. coli-glms-gna1-?nagE::kan，去除kanr，驗證結果如圖4所示。泳道1、2為E. coli-glms-gna1-?nagE菌落PCR產物，大小為1 699 bp，泳道3、4分別為E. coli JW0665-1和 E. coli-glms-gna1-?nagE::kan菌落PCR產物，大小為2 923 bp，泳道5為E. coli-glmsgna1落PCR產物，大小為3 547 bp，說明kanr已經從轉化子中去除。

將質粒pCP20轉化E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::kan，去除kanr，得到E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX，驗證結果如圖5所示。泳道1、2為E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX菌落PCR產物，大小為 1 113 bp，泳道 3、4分別為 E. coli-glms-gna1-?nagE::kan和E. coli JW1806-1菌落PCR產物，大小為2 337 bp，說明kanr已經從轉化子中去除。

圖3 E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::kan菌落PCR電泳結果Fig. 3 Colony PCR products electrophoresis analysis result of E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::kan. 1, 2: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE amplified by primers MU and MD (1 986 bp); 3: colony PCR products of E. coli JW1806-1 amplified by primers MU and MD (2 337 bp); 4: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::kan amplified by primers MU and MD (2 337 bp); 5: colony PCR products of E. coli-glms-gna1 amplified by primers K1 and MD; 6: colony PCR products of E. coli JW1806-1 amplified by primers K1 and MD (1 344 bp); 7: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::kan amplified by primers K1 and MD (1 344 bp); 8: colony PCR products of E. coli-glms-gna1 amplified by primers MU and K2; 9: colony PCR products of E. coli JW1806-1 amplified by primers MU and K2 (1 383 bp); 10: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX::kan amplified by primers MU and K2 (1 383 bp); 11: DL 10 000 DNA marker.

圖4 E. coli-glms-gna1-?nagE菌落PCR產物電泳結果Fig. 4 Colony PCR products electrophoresis analysis result of E. coli-glms-gna1-?nagE. 1, 2: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE amplified by primers NU and ND (1 699 bp); 3: colony PCR products of E. coli JW0665-1 amplified by primers NU and ND (2 923 bp); 4: colony PCR products of E. coli-glms-gna1- ?nagE::kan amplified by primers NU and ND (2 923 bp); 5: colony PCR products of E. coli-glms-gna1 amplified by primers NU and ND (3 547 bp); 6: DL 10 000 DNA marker.

圖5 E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX菌落PCR產物電泳結果Fig. 5 Colony PCR products electrophoresis analysis result of E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX. 1, 2: colony PCR products of E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX amplified by primers MU and MD (1 113 bp); 3: colony PCR products of E. coli-glms-gna1- nagE-?manX::kan amplified by primers MU and MD (2 337 bp); 4: colony PCR products of E. coli JW1806-1 amplified by primers MU and MD (2 337 bp); 5: DL 2 000 DNA marker.

2.3 發酵實驗結果

2.3.1 E. coli-glms-gna1-?nagE發酵結果

從圖 6和表 3可以看出，E. coli-glmsgna1-?nagE和對照菌株E. coli-glms-gna1的菌濃在 14 h時均達到最高值，分別為 5.42 g/L和4.68 g/L，說明nagE基因的敲除對與細胞膜合成相關的物質的代謝未造成較大影響，細胞用于合成細胞膜的前體物質GlcNAc可通過manX等基因編碼產物將GlcN轉運到胞內而得到補償，這可以從發酵前期12 h內E. coli-glms-gna1-?nagE的比生長速率較對照菌株高看出。

圖6 E. coli-glms-gna1-?nagE發酵實驗結果Fig. 6 Results of GlcN and GlcNAc production by E. coli-glms-gna1-?nagE.

在發酵過程中，就GlcN產量而言，E. coliglms-gna1-?nagE在12 h達到最大值4.38 g/L，隨后呈現明顯下降趨勢，這可能是因為nagE基因的敲除主要抑制GlcNAc向胞內的轉運，細胞生長對碳源的需求導致GlcN能依靠ptsG編碼的酶ⅡCBGlc而進入細胞，而對照菌株在 12 h時GlcN產量達到最高值 4.06 g/L，E. coli-glmsgna1-?nagE的GlcN產量高于對照菌株，這一方面可能由于nagE基因的敲除減少了GlcNAc向胞內的轉運，另一方面可能是由于菌濃的不同造成的。通過計算單位菌體的GlcN得率發現，對照菌株在 12 h時，單位菌體的 GlcN產量為1.02 g/g DCW，高于此時E. coli-glms-gna1-?nagE的0.81 g/g DCW。對照菌株的GlcN生產強度在8 h時達到最高值0.35 g/(L·h)，而E. coli-glmsgna1-?nagE的GlcN生產強度在10 h時達到最高值0.38 g/(L·h)，隨后呈現下降趨勢，說明GlcN的合成速度在前10 h內最快。

在發酵過程中，E. coli-glms-gna1-?nagE和對照菌株發酵液中的GlcNAc產量均呈現先上升后下降趨勢，但對照菌株在發酵后期GlcNAc水平下降較為明顯，而E. coli-glms-gna1-?nagE在后期發酵中GlcNAc水平基本保持在60 g/L以上。E. coli-glms-gna1-?nagE在培養至 12 h，GlcNAc產量達到最大值71.80 g/L，較對照菌株的GlcNAc產量最高值 (41.50 g/L) 提高了73%。從表3還可看出，對照菌株在殘糖低于30 g/L時，GlcNAc產量從最高值41.50 g/L下降到27.00 g/L，下降達35%，而E. coli-glms-gna1-?nagE在殘糖低于10 g/L時，GlcNAc產量從最高值71.80 g/L下降到63.60 g/L，僅下降了11%，這說明nagE基因的敲除在發酵后期能減少GlcNAc向胞內的轉運，使發酵液中GlcNAc產量維持穩定。nagE基因的敲除對于提高氨糖的產量效果明顯，也說明對照菌株的GlcNAc產量受殘糖濃度變化影響顯著，而E. coli-glms-gna1- ?nagE的GlcNAc產量受殘糖濃度變化影響不明顯。E. coli-glmsgna1-?nagE和對照菌株的GlcNAc生產強度分別在10 h和6 h時達到最大值，為6.17 g/(L·h) 和6.65 g/(L·h)，說明對照菌株在殘糖濃度較高時生產強度較高，而E. coli-glms-gna1-?nagE的生產強度受殘糖濃度影響不大。E. coli-glmsgna1-?nagE單位菌體干重的 GlcNAc產量在10 h達到最高值15.00 g/g DCW，而對照菌株單位菌體干重的GlcNAc產量在6 h達到最高值16.80 g/g DCW，可見對照菌株和E. coli-glmsgna1-?nagE單位菌體干重的GlcNAc產量相差不明顯，E. coli-glms-gna1-?nagE在殘糖濃度為41.00 g/L時的單位菌體干重的GlcNAc產量和對照菌株在殘糖濃度為92.00 g/L時的單位菌體干重的GlcNAc產量相近 (分別為15.00 g/g DCW和16.80 g/g DCW)，說明殘糖濃度的下降對E. coli-glms- gna1-?nagE單位菌體干重的GlcNAc產量影響不大。

2.3.2 E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX 發酵結果

從圖7和表3可以看出，E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX的菌濃在 18 h時達到最高值7.03 g/L，而對照菌株的菌濃在14 h時就達到最高值4.68 g/L，這可能與菌株2個基因被敲除，用于合成細胞膜的相關物質的代謝受到影響有關。比較E. coli-glms-gna1-?nagE和E. coli-glmsgna1- ?nagE-?manX的菌濃發現，前者最高值略低于后者，但前者的比生長速率卻高于后者，這可能是由于2個基因的敲除在更大程度上抑制了氨基葡萄糖向胞內的轉運，細胞比生長速率受到影響，但由于碳源葡萄糖的存在，其轉運系統并未受到影響，細胞依然能通過攝取葡萄糖合成自身生長需要的物質。

圖7 E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX發酵實驗結果Fig. 7 Results of GlcN and GlcNAc production by E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX.

表3 E. coli-glms-gna1-?nagE, E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX和E. coli-glms-gna1氨基葡萄糖發酵參數比較Table 3 Comparison of parameters of the glucosamine fermentation by E. coli-glms-gna1-?nagE, E. coli-glms-gna1- ?nagE-?manX and E. coli-glms-gna1

在發酵過程中，E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX在10 h時GlcN產量達到最大值4.82 g/L，隨后呈現緩慢下降趨勢，這可能是因為 nagE和manX基因的敲除未能完全抑制GlcN向胞內的轉運，細胞生長對碳源的需求導致GlcN能依靠ptsG編碼的酶ⅡCBGlc進入細胞，而對照菌株在培養至12 h時GlcN產量達到最高值4.06 g/L。這一方面是由于此時殘糖濃度未下降到影響細胞合成GlcN的水平，另一方面是因為此時E. coli-glmsgna1-?nagE-?manX的菌濃高于對照菌株的菌濃，通過比較此時單位菌體 GlcN的產量可以發現E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX單位菌體 GlcN的產量 1.10 g/g DCW 高于對照菌株單位菌體GlcN的產量1.02 g/g DCW。對照菌株的GlcN生產強度在 8 h時達到最高值 0.35 g/(L·h)，而E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX的GlcN生產強度在6 h時達到0.59 g/(L·h)，隨后呈現下降的趨勢。就GlcN產量而言，E. coli-glms-gna1-?nagE產量的最高值較E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX低 0.44 g/L，且兩者均高于對照菌株，這說明敲除nagE基因能增加葡萄糖向GlcN的代謝，彌補因 GlcNAc不能向胞內轉運對細胞生長的影響。

在發酵過程中，E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX和對照菌株發酵液中的GlcNAc產量均呈現先上升后下降趨勢，但 E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX在發酵后期的GlcNAc水平基本保持在90 g/L以上，在培養至10 h，GlcNAc產量達到最大值 118.70 g/L，較對照菌株的 GlcNAc產量最高值 (41.50 g/L) 提高了 186%，說明manX基因的敲除效果明顯，使發酵液中GlcNAc產量維持穩定。E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX和對照菌株的GlcNAc生產強度均在培養至6 h時最大，分別為15.50 g/(L·h) 和6.65 g/(L·h)，隨后均呈現下降的趨勢。E. coli-glms-gna1-?nagE-?manX單位菌體干重的GlcNAc產量在8 h達到最高值 28.70 g/g DCW，而 E. coli-glms-gna1-?nagE和對照菌株單位菌體干重的 GlcNAc產量分別在10 h和6 h達到最高值15.00 g/g DCW和16.80 g/g DCW，這說明nagE和manX雙基因的敲除效果顯著。

3 討論

Red重組敲除技術是近年來興起的基于λ噬菌體 Red重組酶和體內同源重組反應的新型遺傳工程技術，該技術主要利用λ噬菌體的3個重組蛋白酶來完成體外DNA片段與染色體的同源重組。和其他基因敲除技術相比，該技術省去了體外DNA酶切與連接的步驟，使細菌染色體靶基因的敲除與替換操作相對簡單，因而逐漸成為基因功能探索以及新工程菌株構建的有效手段。通常對基因的敲除都會對菌體的生長和代謝造成一定的影響，甚至引起菌體死亡。通過比較原菌株與基因敲除菌株的比生長速率以及菌濃發現，基因敲除對菌體生長未出現較大的影響，這可能一方面是與菌體細胞膜合成途徑相關聯的glmS及gna1基因得到了高效表達，因而對菌體生長起到一定的促進作用；另一方面，胞外的GlcN能通過ptsG編碼的酶ⅡCBGlc進入細胞，在碳源不足時起到補償作用。由于GlcNAc對細胞的刺激遠小于 GlcN，這是造成細胞內不能積累GlcN的主要原因之一，所以nagE基因是本研究第一個被敲除的基因。通過對nagE和manX基因的敲除，能提高氨糖的生產強度，或者能縮短菌體達到最大生產強度的時間，這在工業生產上具有較大優勢，能充分利用發酵液中的碳源，提高碳源轉化率，降低成本，也能簡化下游提取工藝，降低污染。對大腸桿菌nagE和manX雙基因的敲除，使其 GlcNAc產量達到最大值118.70 g/L，遠高于單基因敲除菌株和對照菌株；且雙基因的敲除菌株單位菌體干重的GlcNAc產量較對照菌株提高71% (16.80 g/g DCW)，較單基因敲除菌株提高91% (15.00 g/g DCW)，這說明nagE和manX雙基因的敲除能顯著提高氨糖的產量，對于改造大腸桿菌發酵生產氨糖具有重要的意義，為最終實現氨糖的工業化生產奠定了堅實的基礎。

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