關 舒
鐮孢霉菌又稱為鐮刀霉菌,是一類數量大、種類繁多,適應世界各地環境的霉菌[1]。農田土壤中的鐮孢霉菌數量巨大,它和腐生物一起分解土壤中的作物殘渣,同時也是農作物的重要病原體,可引起農作物腐爛、枯萎和其它疾病。生產上對鐮孢霉菌的命名主要依據形態學特征,例如群體結構、顏色、孢子大小、菌株的形狀等。對鐮孢霉菌的鑒定和分類主要根據種間的生化和遺傳標記而定[2-3]。
盡管鐮孢霉菌種類繁多,造成農作物污染的僅有為數不多的幾種。在食品或飼料原料中產生霉菌毒素的鐮孢霉菌主要有禾谷鐮孢菌(Fusarium graminearum)、分枝鐮孢菌(F.sporotrichioide)、燕麥鐮孢菌(F.avenaceum)、黃色鐮孢菌(F.culmorum)、早熟禾鐮孢菌(F.poae)等[4]。在世界大部分地區,禾谷鐮孢菌(有性階段被稱為玉米赤霉菌)是引起小粒谷物如小麥、大麥、黑麥、燕麥頭痂病的主要致病菌,也是玉米穗腐病的主要致病菌[5]。盡管禾谷鐮孢和藤倉赤霉(F.fujikuroi)可造成水稻的穗枯萎病,但穗內的谷物籽實通常不會受到感染。輪枝鐮孢、串珠鐮孢和膠孢鐮孢菌是玉米粉色和白色穗腐病的主要致病菌。稻惡霉赤霉(Gibberella fujikuroi)是這三種無性型霉菌的有性型。
2.1.1 鐮孢霉菌的生長與侵染機制
鐮孢霉菌污染農作物通常是一個具有連續效應的過程,開始于田間,隨后在收獲、干燥和儲藏過程中逐步增加。鐮孢霉菌的最適生長溫度為5~25℃,陰冷潮濕的低溫環境有利于這些霉菌生長。谷物在儲藏過程中,通常被多種鐮孢霉菌陸續感染,感染的順序一般由谷物的溫濕條件決定。在實驗條件下,輪枝鐮孢菌和串珠鐮孢菌在幾種污染玉米的霉菌中占優勢地位,串珠鐮孢菌比輪枝鐮孢菌更具競爭力。但是在15℃,禾谷鐮孢菌比以上兩種霉菌具有競爭優勢[6-7]。
禾谷鐮孢菌的許多亞種是自體繁殖,在作物組織的表面生成有性階段的蘭黑色的壺狀子囊腔。在適宜的條件下,禾谷鐮孢菌可快速產生大量的菌絲體,并產生大分生孢子。禾谷鐮孢菌感染玉米有兩條途徑:首先孢子附著在剛出現的玉米絲上,而后通過玉米絲感染玉米穗。人工田間接種攻毒實驗顯示,玉米吐穗后4~7 d對禾谷鐮孢菌最敏感[8]。其次,鳥類、昆蟲以及異常天氣給禾谷鐮孢菌侵染提供了機會。穗的損傷和玉米的穗腐病密切相關,通過傷口侵染通常發生在籽實變硬之前[5]。此外,加拿大安大略湖的研究結果顯示,禾谷鐮孢穗腐病和七八月份的降雨量呈正相關,因為此時正是玉米的抽絲季節。生長后期的梅雨天氣和此病的發生有關[9-10]。
目前研究人員已經發現輪枝鐮孢菌、串珠鐮刀菌和膠孢鐮刀菌感染玉米的途徑。這些真菌在玉米種子中比較常見,逐步傳染到玉米苗,進而造成玉米全身感染。籽實感染的重要途徑包括空氣傳播造成的絲感染,雨水造成的小分生孢子和大分生孢子的飛濺以及昆蟲或鳥類造成的籽實損傷[11-12]。歐洲玉米鉆心蟲的幼體是輪枝鐮孢菌的攜帶者,它把玉米葉子上的真菌傳遞到籽實[13]。田間試驗表明,對玉米鉆心蟲的遺傳工程改良可以減輕玉米穗腐病的癥狀[14]。研究顯示,在低溫的天氣狀況下,膠孢鐮孢菌明顯多于輪枝鐮孢菌[9]。六七月生長早期的干燥天氣以及隨后在生長后期的潮濕天氣易爆發嚴重的穗腐病。吐絲期的第一周是最敏感時期,絲上的水分有利于鐮孢菌的侵染[15]。
2.1.2 鐮孢霉菌與小麥和大麥頭痂病
小麥和大麥的頭痂病又稱頭枯萎病,在世界各地多雨潮濕季節的小麥開花期及灌漿早期流行[16]。頭痂病的主要病原體是禾谷鐮孢菌。禾谷鐮孢菌在中國主要感染水稻茬,在北美主要感染小麥茬和玉米秸。在春季氣溫回升時,感染的農作物表面形成大量的壺狀子囊腔。誘撲孢子實驗顯示,在小麥的開花期,空氣中傳播的主要鐮孢菌孢子是禾谷鐮孢囊孢子。夜晚濕度相對較大,囊孢子釋放也達到高峰[17-18]。雨季和雨季過后,子囊腔釋放囊孢子達到頂峰。美國中西部小麥的流行病學調查結果顯示,當六月小麥開花期的降雨量高于平均水平時,易造成頭痂病的發生[19]。
中國在20世紀90年代的調查顯示,700萬公頃小麥受到小麥頭痂病的影響,嚴重時損失達20%~40%[18]。同一時期,美國的東部和中西部及加拿大的安大略省、馬尼托巴省小麥頭痂病嚴重流行。近來北美洲流行頭痂病的主要原因是當地實施的小麥和玉米輪作的耕作方式[19]。所有歐洲小麥和大麥產區都受到頭痂病的影響。20世紀90年代,俄羅斯南部,東歐的羅馬尼亞和匈牙利,南美的阿根廷和巴拉圭小麥頭痂病嚴重流行,1993年一些地區的損失高達50%[20]。
2.1.3 鐮孢霉菌與玉米穗腐病
禾谷鐮孢菌的宿主廣泛,可引起玉米穗腐病。玉米禾谷鐮孢穗腐病比小麥的頭痂病更復雜,更難控制。自然發病通常是局部散發性的,因此很難預測。由禾谷鐮孢產生的生長在玉米莖和其他農作物上的囊孢子和大分生孢子是玉米穗腐病的主要病原體。在發病早期,田間受感染的穗不容易觀測到,這是因為玉米皮很少出現癥狀。但是在嚴重感染的情況下,在整個玉米穗、受感染的籽實、玉米穗軸和玉米皮都長滿紅色或粉色霉菌。如果空氣連續潮濕,玉米皮表面就會形成蘭黑色子囊腔和略帶桃色的菌絲體和大分生孢子。另外,輪枝鐮孢、串珠鐮刀菌或膠孢鐮刀菌也是造成玉米穗腐病的病原菌。
玉米穗腐病在世界各地的玉米產區都有報道,尤其在吐絲期和相對低溫潮濕天氣時,發病更為普遍。美國在整個20世紀玉米穗腐病都普遍發生[21-22]。輪枝鐮孢菌感染玉米最普遍,串珠鐮刀菌和膠孢鐮刀菌感染則少得多,但各大陸的溫帶卻都有感染報道。玉米穗腐病在加拿大非常普遍,但自然感染時玉米中的伏馬菌素水平通常較低[10]。歐洲、中國、中非、南非和南美的玉米穗腐病發病率也較高[23-24]。
鐮孢霉菌產生的毒素中最重要、數量最多的是單端孢霉烯族毒素,主要由鐮孢菌、頭孢霉、漆斑菌等霉菌產生。它包括近150種化合物,可以分成四個亞類,其中A類和B類最為重要。A類單端孢霉烯族毒素主要由擬枝鐮孢菌和梨孢鐮孢菌所產生,包括T-2毒素、HT-2毒素、鐮孢菌酸(NEO)和雙乙酸基藨草烯醇(DAS);B類單端孢霉烯族毒素主要由黃色鐮孢菌和禾谷鐮孢菌產生,包括脫氧瓜萎鐮孢菌烯醇(嘔吐毒素,DON)及其3-乙酰基或15-乙酰基衍生物、雪腐鐮孢菌烯醇(NIV)和鐮孢菌烯酮-X(Fusarenon-X,FX)。
鐮孢霉菌生長需要適合的溫度、濕度、氧氣及能源。當濕度大于85%、溫度高過25℃時,霉菌就會大量快速生長并產生毒素[25]。農作物在收獲前感染霉菌毒素的嚴重程度和當時的環境溫度和濕度條件密切相關,昆蟲和鳥類對農作物的破壞也會加重霉菌毒素對生長作物的污染。影響霉菌毒素感染儲藏谷物的主要因素有水活度、底層通風、溫度、霉菌接種體的濃度等[26]。其中溫度和水活度對儲藏谷物是否受到霉菌毒素污染影響最大。產毒霉菌的生長需要十分嚴格的水活度范圍,水活度在0.7以下時,霉菌幾乎不能生長。當谷物的水活度提高到0.7以上時,較耐干燥的霉菌就能夠生長,這些產毒霉菌在代謝過程中產生的水使周圍物質保持較高的濕度,進而能夠繼續支持許多霉菌的生長[27]。
在實驗室條件下,許多禾谷鐮孢菌的亞種都可在高壓消毒的谷物上產生嘔吐毒素和玉米赤霉烯酮。小麥和玉米田間感染禾谷鐮孢菌的研究結果顯示,小麥中含有高水平的嘔吐毒素,而玉米赤霉烯酮含量則較低或沒有。玉米中則兩種毒素都含有,玉米穗部的玉米芯中嘔吐毒素含量最高[28]。同樣,田間感染的小麥花序軸的嘔吐毒素含量最高。小麥和玉米籽實的嘔吐毒素含量與真菌數量密切相關[15,29-30]。然而,即使外觀健康的谷物也可能含有相當水平的嘔吐毒素。在安大略省的一項研究中,52%的外觀正常的玉米籽實含0.28~5 μg/g嘔吐毒素[31]。另外,幾乎所有的輪枝鐮孢菌和許多串珠鐮刀菌在實驗室人工接種條件下都可產生煙曲霉毒素。分析帶殼的籽實發現,明顯發霉的玉米中煙曲霉毒素污染水平高于優質玉米[24]。Desjardins等[32]測定了116株有癥狀和無癥狀的玉米穗的煙曲霉毒素B1的分布情況。結果顯示,煙曲霉毒素B1的含量差異很大,每個穗上的82%~100%的煙曲霉毒素分布在有癥狀的籽實上。一些國家和地區的主要產毒鐮孢菌及其毒素種類見表1。
流行病學調查顯示,北美小麥和大麥頭枯萎病發病增多的主要原因是耕作方式。當地實施的小麥和玉米輪作及每年在同一塊地種玉米可導致發病增加[19]。因此,避免小麥和玉米輪作可能是控制小麥和大麥頭枯萎病的措施之一。然而,耕作方式不能減少鐮孢穗腐病的強度,因為這些真菌可在植物殘余物上存活超過21個月以上[34]。灌漿期的干燥天氣和隨后的雨季有利于煙曲霉毒素的產生,因此,在關鍵時期進行灌溉有助于減少煙曲霉毒素污染的風險[11]。
中國和加拿大的抗病育種已培育出抗禾谷鐮孢菌的品系。中國的小麥種質在世界范圍內正被用于抗病育種[17,35]。但是,玉米育種在篩選高抗病力種質方面進展不大。進一步而言,根據肉眼看見的穗腐病癥狀選擇不能反映感染輪枝鐮孢卻沒有癥狀的籽實或伏馬霉素積累的潛力。
近年來,科研人員在鐮孢菌毒素的生物合成以及毒素和植物宿主的關系方面已取得重要進展。在植物中表達霉菌毒素脫毒酶,可以防止霉菌毒素的積聚和出現穗腐病癥狀。從玉米穗微生物上克隆的編碼酯水解酶的基因表達出煙曲霉毒素的脫毒特性[36]。編碼單端孢霉烯3-O-乙酰基轉移酶的紅高粱可顯著降低單端孢霉烯族毒素的毒性,今后有望在玉米和小麥上得到表達[37]。
此外,改變植物組織內的單端孢霉烯族毒素靶粘結位點的核糖體蛋白質是一個新的研究方向。Harris等[38]改造了一個水稻基因以生產耐單端孢霉烯族毒素的核糖體蛋白質,當把基因轉導到煙草后,經改造的水稻基因就會提供耐單端孢霉烯族毒素的遺傳改良的細胞培養基。該研究正試圖在玉米和小麥中表達這一基因,以評價在減少疾病癥狀和單端孢霉烯族毒素水平方面的效果。經遺傳改良增加了抗昆蟲能力的植物已經表現出減少伏馬霉素污染的能力。Munkvold等[39]發現,能夠表達轉CryIA(b)或Cry9C蛋白質的轉細菌(Bacillus thurengiensis)基因玉米籽實的歐洲玉米鉆心蟲害較低,進而輪枝鐮孢感染較低,比非轉基因玉米的伏馬霉素污染小。然而,玉米感染輪枝鐮孢菌的機制比較復雜。雖然昆蟲造成的損傷可明顯增加伏馬霉素的污染程度,但真菌可能存在另外的污染渠道[14]。因此,轉基因玉米也可發生和昆蟲損傷無關的伏馬霉素污染。

表1 一些國家和地區的主要產毒鐮孢菌及其毒素種類[33]
鐮孢霉菌污染農作物是一個復雜的持續的過程,由于其影響因素繁多,如天氣條件,病蟲害狀況等,所以霉菌及其毒素的侵染發生在田間、收獲、干燥和儲藏的各個環節。對其浸染機制和霉菌毒素形成過程的深入研究有利于開發相應的控制技術。目前,人們在耕作技術的改良以及培育抗病植物品種方面已經進行有益的探索,這些方法的應用可以在一定程度上降低鐮孢霉菌的污染及毒素的產生。通過基因工程手段,將抗霉菌基因或霉菌毒素解毒酶基因在農作物中進行表達,使其具有抗霉菌及毒素污染的能力,是今后的研究方向。
[1]Summerell B A,Leslie J F,Backhouse D,et al.Fusarium:Paul E.Nelson Memorial Symposium[M].St.Paul:APS Press,2001:392.
[2]Leslie J F.Gibberella fujikuroi:Available populations and variable traits[J].Can J Botany,1995,73:S282-S291.
[3]O'Donnell K,Cigelnik E.Two divergent intragenomic rDNA ITS2 types within a monophyletic lineage of the fungus Fusarium are nonorthologous[J].Mol.Phylogenet.Evol.,1997,7:103-116.
[4]Campbell H,Choo T M,Vigier B,et al.Mycotoxins in barley and oat samples from eastern Canada[J].Can J.Plant Sci.,2000,80(4):977-980.
[5]Sutton J C.Epidemiology of wheat head blight and maize ear rot caused by Fusarium graminearum[J].Can J.Plant Pathol.,1982,4:195-209.
[6]Marasas W F O,Miller J D,Riley R T,et al.Fumonisinsoccurrence,toxicology,metabolism and risk assessment[M].St.Paul:APS Press,2001:332-359.
[7]Jason A,David V S,Dennis T.Fusarium graminearum infection during wheat seed development and its effect on seed quality[J].Crop Science,2003,43:1782-1788.
[8]Reid L M,Bolton A T,Hamilton R I,et al.Effect of silk age on resistance of maize to Fusarium graminearum [J].Can J.Plant Pathol.,1992,14:293-298.
[9]Clear R M,Patrick S K.Fusarium graminearum and other fungi isolated from fusarium-damaged kernels of Canadian wheat,1999 to 2008[J].Canadian plant disease survey,2010,90:88-97.
[10]Miller J D.Epidemiology of Fusarium ear diseases of cereals[M].In Miller J D and Trenholm H L (Eds.).Mycotoxins in grain:Compounds other than aflatoxin.St.Paul:Eagan Press,1994:19-36.
[11]Munkvold G P,Desjardins A E.Fumonisins in maize:Can we reduce their occurrence?[J]Plant Dis.,1997,81:556-565.
[12]Munkvold G P,Hellmich R L,Showers W B.Reduced Fusarium ear rot and symptomless infection in kernels of maize genetically engineered for European corn borer resistance[J].Phytopathology,1997,87:1071-1077.
[13]Sobek E A,Munkvold G P.European corn borer(Lepidoptera:Pynelidae)larvae as vectors of Fusarium moniliforme,causing kernel rot and symptomless infection of maize kernels[J].J.Econ.Entomol.,1999,92:503-509.
[14]Munkvold G P,McGee D C,Carlton W M.Importance of different pathways for maize kernel infection by Fusarium moniliforme[J].Phytopathology,1997,87:209-217.
[15]Schaafsma A W,Miller J D,Savard M E,et al.Ear rot development and mycotoxin production in corn in relation to inoculation methods,corn hybrid,and species of Fusarium[J].Can J.Plant Pathol.,1993,15:185-192.
[16]Sinha K K,Bhatnagar D.Mycotoxins in agriculture and food safety[M].New York:Marcel Dekker,1998:255-277.
[17]Peter I,Birgit H,Maier F J,et al.Developing kernel and rachis node induce the trichothecene pathway of Fusarium graminearum during wheat head infection[J].Molecular Plant Microbe Interactions,2009,22:899-908.
[18]Paulitz T C.Diurnal release of ascospores by Gibberella zeae in inoculated wheat plots[J].Plant Dis.,1996,80:674-678.
[19]McMullen M,Jones R,Gallenberg D.Scab of wheat and barley:A re-emerging disease of devastating impact[J].Plant Dis.,1997,81:1340-1348.
[20]Parry D W,Jenkinson P,McLeod L.Fusarium ear blight(scab)in small grain cereals:A review [J].Plant Pathol.,1995,44:207-238.
[21]Munkvold G P,Yang X B.Crop damage and epidemics associated with 1993 floods in Iowa[J].Plant Dis.,1995,79:95-101.
[22]Park J J,Smalley E B,Chu F S.Natural occurrence of Fusarium mycotoxins in field samples from the 1992 Wisconsin corn crop[J].Appl.Environ.Microbiol.,1996,62:1642-1648.
[23]Scoz L B,Astolfi P,Reartes D S,et al.Trichothecene mycotoxin genotypes of Fusarium graminearum sensu stricto and Fusarium meridionale in wheat from southern Brazil[J].Plant pathology,2009,58:344-351.
[24]Shephard G S,Thiel P G,Stockenstrom S,et al.Worldwide survey of fumonisin contamination of corn and corn-based products[J].J.Assoc.Off Anal.Chem.Intl.,1996,79:671-687.
[25]Miller J D,Trenholm H L.Mycotoxins in grain:compounds other than aflatoxins[M].St.Paul:Eagan Press,1994:287-312.
[26]Abramson D.Mycotoxin formation and environmental factors[M].In Sinha K K,Bhatnagar D.(Eds.).Mycotoxins in Agriculture and Food Safety.New York:Marcel Dekker,1998:255-277.
[27]Chelkowski J.Cereal grain:Mycotoxins,Fungi and Quality in Drying and Storage[M].Amsterdam:Elsevier,1991:77-118.
[28]Reid L M,MatherD E,Hamilton R I.Distribution of deoxynivalenol in Fusarium graminearum-infected maize ears[J].Phytopathology,1996,86:110-114.
[29]Atanassov Z,Nakamura C,Mori N,et al.Mycotoxin production and pathogenicity of Fusarium species and wheat resistance to Fusarium head blight[J].Can J.Botany.,1994,72:161-167.
[30]Trigo-Stockli D M,Curran S P,Pedersen J R.Distribution and occurrence of mycotoxins in 1993 Kansas wheat[J].Cereal.Chem.,1995,72:470-474.
[31]Sinha R C,Savard M E.Concentration of deoxynivalenol in single kernels and various tissues of wheat heads [J].Can J.Plant Pathol.,1997,19:8-12.
[32]Desjardins A E,Plattner R D,Lee M,et al.Distribution of fumonisins in maize ears infected with strains of Fusarium moniliforme that differ in fumonisin production [J].Plant Dis.,1998,82:953-958.
[33]CAST.Mycotoxins:Risks in plant,animal,and human systems[M].Ames:Council of Agricultural Science and Technology,2003:199.
[34]Cotten T K,Munkvold G P.Survival and seed transmission of Fusarium moniliforme,Fusarium proliferatum,and Fusarium subglutinans in maize stalk residue[J].Phytopathology,1998,88:550-555.
[35]Chungu C,Mather D E,Reid L M,et al.Comparison of techniques for inoculating maize silk,kernel,and cob tissues with Fusarium graminearum[J].Plant Dis.,1996,80:81-84.
[36]Duvick J,Rood T,Grant S.Isolation of fumonisin metabolizing fungi from maize seed[C].In abstracts of the fifth international mycology congress,1994:56.
[37]Kimura M,Kaneko I,Komiyama M,et al.Trichothecene 3-Oacetyltransferase protects both the producing organism and transformed yeast from related mycotoxins[J].J.Biol.Chem.,1998,273:1654-1661.
[38]Harris L J,Gleddie S C.A modified Rp13 gene from rice confers tolerance of the Fusarium graminearum mycotoxin deoxynivalenol to transgenic tobacco[J].Physiol Mol Plant Pathol,2001,58:173-181.
[39]Munkvold G P,Hellmich R L,Rice L G.Comparison of fumonisin concentrations in kernels of transgenic maize Bt hybrids and nontransgenic hybrids[J].Plant Dis.,1999,83:130-138.